Anexo 1

Laboratorio de calidad 

nutricional de maíz y análisis 

de tejido vegetal 

Protocolos de laboratorio 

2012 

Luis Galicia, Alejandra Miranda, María Guadalupe Gutiérrez 1 , Octavio Custodio, 

Aldo Rosales, Norma Ruíz 2 , Rebecca Surles y Natalia Palacios 

Aprovechamos este espacio para reconocer el esfuerzo de todas las personas que 

aportaron algo a este manual. Al personal de las Universidades Autónoma del Estado 

de México y Antonio Narro por ayudar en la edición de los textos y la compilación de 

los datos durante su estancia en el CIMMYT o por medio de algún proyecto. Asimismo, 

los compiladores y editores agradecen la valiosa colaboración de sus colegas Miguel 

Bojorges, Dionicio Zavala, Jorge González y Roberto Aguilar, técnicos del laboratorio 

de calidad nutricional de maíz. 

1 Universidad Autónoma del Estado de México 

2 Universidad Autónoma Antonio Narro 

i

Con sede en México, el Centro Internacional de Mejoramiento de Maíz y Trigo (CIMMYT) 

es un organismo sin fines de lucro que se dedica a la investigación agrícola y la capacitación. 

El Centro trabaja para reducir la pobreza y el hambre mediante el aumento sustentable de 

la productividad del maíz y del trigo en el mundo en desarrollo. El CIMMYT cuenta con el 

banco de semillas de maíz y trigo más grande del mundo y es conocido en particular por haber 

iniciado la Revolución Verde que salvó millones de vidas en Asia, hecho que motivó que el Dr. 

Norman Borlaug, del CIMMYT, recibiera el Premio Nobel de la Paz. El CIMMYT es miembro 

del Consorcio del CGIAR y recibe fondos de gobiernos nacionales, fundaciones, bancos de 

desarrollo y otras instituciones públicas y privadas. 

© Centro Internacional de Mejoramiento de Maíz y Trigo (CIMMYT) 2012. Todos los derechos 

reservados. Las designaciones empleadas en la presentación de los materiales incluidos en 

esta publicación de ninguna manera expresan la opinión del CIMMYT o de sus patrocinadores 

respecto al estado legal de cualquier país, territorio, ciudad o zona, o de las autoridades de éstos, 

o respecto a la delimitación de sus fronteras. Las opiniones expresadas son las del (los) autor(es) 

y no necesariamente representan las del CIMMYT ni las de nuestros aliados. El CIMMYT 

autoriza el uso razonable de este material, siempre y cuando se cite la fuente. 

Cita correcta: Galicia, L., Miranda, A., Gutiérrez, M.G.; Custodio, O., Rosales, A.; Ruiz, N.; 

Surles, R., Palacios, N. Laboratorio de calidad nutricional de maíz y análisis de tejido vegetal: 

Protocolos de laboratorio 2012. México, D.F.: CIMMYT. 

ISBN: 978-607-95844-5-0 

Descriptores AGROVOC: Maíz; estado nutricional; calidad de las semillas semilla; análisis de 

tejido vegetal; técnicas de laboratorio; métodos 

Códigos de categorías AGRIS: F60 Fisiología y bioquímica vegetal 

Q01 Ciencia y tecnología alimentaria 

Clasificación decimal Dewey: 631.523 GAL 2012 

Impreso en México 

ii

Índice 

Figuras y Cuadros ..........................................................................................................................................iv 

Abreviaturas y acrónimos .............................................................................................................................. v 

Introducción ......................................................................................................................................................1 

Recomendaciones de seguridad ................................................................................................................2 

Preparación de la muestra: consideraciones generales. ............................................................................3 

Muestreo .......................................................................................................................................................3 

Lavado para remover contaminantes en tejido vegetal .........................................................................4 

Secado en estufa...........................................................................................................................................4 

Molienda .......................................................................................................................................................4 

Lavado de semillas tratadas .......................................................................................................................4 

Separación del endospermo .......................................................................................................................4 

Métodos de laboratorio ...................................................................................................................................5 

Cuantificación de cenizas. ..........................................................................................................................5 

Extracto etéreo (grasa cruda) .....................................................................................................................6 

Determinación de nitrógeno ......................................................................................................................8 

Determinación de triptófano en grano de maíz utilizando ácido glioxílico. ....................................11 

Determinación de lisina en grano de maíz ............................................................................................15 

Estimación del contenido de fenoles libres y totales en maíz utilizando 

el reactivo Folin-Ciocalteu ..................................................................................................................21 

Determinación de azúcares solubles con antrona ................................................................................25 

Determinación de carotenoides en maíz por cromatografía de líquidos ..........................................29 

Determinación de aluminio, hierro y zinc en grano y tejido vegetal de maíz y de trigo 

mediante digestión con ácido nítrico y perclórico, y su análisis a través del ICP-OES ............35 

Determinación de antocianinas en granos de maíz pigmentados .....................................................38 

Determinación de almidón total en granos de maíz usando un ensayo modificado 

de megazyme .......................................................................................................................................40 

Determinación de amilosa en granos de maiz ......................................................................................43 

Anexo 1 .............................................................................................................................................................46 



Referencias ......................................................................................................................................................50 

iii

Figuras 

Figura 1. Ilustración del cuarteo de granos para obtener una muestra representativa ...........................3 

Cuadros 

Cuadro 1. Materiales y reactivos para la cuantificación de cenizas .......................................................5 

Cuadro 2. Soluciones a problemas comunes en la determinación de cenizas ......................................5 

Cuadro 3. Materiales y reactivos empleados en la cuantificación de grasa cruda ...............................6 

Cuadro 4. Soluciones a problemas comunes en la determinación de grasa cruda...............................7 

Cuadro 5. Materiales y reactivos que se utilizan en la determinación de nitrógeno ...........................8 

Cuadro 6. Soluciones a problemas comunes en la determinación de nitrógeno ................................10 

Cuadro 7. Materiales y reactivos que se utilizan en la determinación de triptófano .........................11 

Cuadro 8. Preparación de la curva estándar de triptófano ...................................................................13 

Cuadro 9. Soluciones a problemas comunes en la determinación de triptófano ...............................14 

Cuadro 10. Reactivos que se utilizan en la determinación de lisina .......................................................15 

Cuadro 11. Preparación de la solución concentrada de lisina .................................................................17 

Cuadro 12. Preparación de la curva estándar de lisina ............................................................................17 

Cuadro 13. Reacción colorimétrica para la determinación de lisina ......................................................18 

Cuadro 14. Preparación de la curva estándar de lisina en tubos falcón de 15 mL ...............................19 

Cuadro 15. Reactivos que se utilizan en la determinación de fenoles....................................................21 

Cuadro 16. Preparación de la curva estándar de fenoles .........................................................................22 

Cuadro 17. Soluciones a problemas comunes en la determinación de fenoles .....................................24 

Cuadro 18. Reactivos que se utilizan en la determinación de azúcares solubles .................................25 

Cuadro 19. Escalamiento de la reacción colorimétrica en la determinación 

de azúcares solubles ...........................................................................................................26 

Cuadro 20. Preparación de la curva estándar de azúcares solubles en tubos .......................................26 

Cuadro 21. Preparación de la curva estándar de azúcares solubles en microplaca .............................27 

Cuadro 22. Solución a problemas comunes en la determinación de azúcares solubles ......................28 

Cuadro 23. Preparación de fases móviles para el sistema UPLC. ...........................................................33 

Cuadro 24. Soluciones a problemas comunes en la determinación de carotenoides. ..........................34 

Cuadro 25. Reactivos que se utilizan en la determinación de Al, Fe y Zn. ............................................35 

Cuadro 26. Programa de digestión que se utiliza en la determinación de Al, Fe y Zn, 

dependiendo del tipo de material ....................................................................................36 

Cuadro 27. Preparación de la curva estándar para la determinación de Al, Fe y Zn ..........................37 

Cuadro 28. Soluciones a problemas comunes en la determinación de Al, Fe y Zn ..............................37 

Cuadro 29. Reactivos que se utilizan en la determinación de antocianinas ..........................................38 

Cuadro 30. Preparación de la curva estándar de antocianinas ...............................................................39 

Cuadro 31. Reactivos que se utilizan en la determinación de almidón .................................................40 

Cuadro 32. Preparación de la curva estándar de almidón .......................................................................42 

Cuadro 33. Solución a problemas comunes en la determinación de almidón ......................................42 

Cuadro 34. Reactivos que se utilizan en la determinación de amilosa ..................................................43 

Cuadro 35. Preparación de la curva estándar de amilosa ........................................................................44 

iv

Abreviaturas y acrónimos 

ºC grado Celsius 

*AACC Asociación Americana de Química de Cereales 

AM amilosa 

*AOAC Asociación Oficial de Químicos Analíticos 

BHT Butilhidroxitolueno 

cm centímetro(s) 

Conc. Concentración 

ddH 2 O agua desionizada 

d f o FD factor de dilución 

d w peso original de harina 

F-C reactivo Folin-Ciocalteu 

g gramo(s) 

g (centrífuga) aceleración o gravedad 

Gall ácido gálico 

h hora(s) 

h f factor de hidrólisis de almidón 

*HPLC Cromatografía de Líquidos de Alta Resolución 

I.D. Identificación 

*ICP-OES Plasma acoplado inductivamente a un espectroscopio 

de emisión óptica 

Inj vol volumen de inyección 

Kg kilogramo(s) 

L litro(s) 

Lys lisina 

M molar 

mg miligramo(s) 

min minuto(s) 

mL mililitro(s) 

mm milímetro(s) 

mM milimolar 

N normalidad (concentración) 

ng nanogramo(s) 

*NIRS Espectrofotometría de reflectancia en el infrarrojo cercano 

nm nanómetro(s) 

DO densidad óptica 

Pel cloruro de pelargonidina 

pH potencial de hidrógeno 

ppm partes por millón 

*QPM maíz con alta calidad proteínica 

rpm revoluciones por minuto 

s segundo(s) 

Stock concentración stock, solución concentrada 

TEA trietilamina 

TFA ácido trifluoroacético 

Trp Triptófano 

U unidad de actividad enzimática 

μg microgramo(s) = 10 -6 gramos 

μL microlitro(s) = 10 -6 litros 

MTBE Metil-terbutil éter 

*MOPS Ácido 3-(N-Morfolino) propanosulfónico 

* Siglas en inglés 

v

Introducción 

Los análisis químicos y bioquímicos de semillas y tejido vegetal son esenciales para distintos tipos de 

programas fitogenéticos que se dedican a mejorar el maíz en sus aspectos industriales, nutricionales, 

fisiológicos y de patología vegetal. 

El Laboratorio de Calidad Nutricional de Maíz y Análisis de Tejido Vegetal del CIMMYT se dedica 

a desarrollar y/o adoptar metodologías adecuadas, económicas y rápidas para poder proveer datos 

precisos que permitan a los investigadores tomar decisiones en el campo en cuanto a las mejoras 

nutricionales del maíz. 

Entre las técnicas que actualmente utilizamos para establecer la plataforma de análisis químicos y 

bioquímicos están las técnicas químicas con reacciones colorimétricas y de espectroscopía, como 

la de reflectancia en el infrarrojo cercano (NIRS) y la de emisión óptica por plasma acoplado 

inductivamente. 

Las metodologías de laboratorio se agrupan de la manera siguiente: 

1. Métodos para cuantificar: 

a) Triptófano 

b) Lisina 

c) Proteína 

Sobre todo en maíz de alta calidad proteínica (QPM) 

2. Determinación de provitamina A mediante la cuantificación de carotenoides por Cromatografía 

de Líquidos de Alta Resolución (HPLC). 

3. El análisis de micronutrimentos (hierro, zinc y aluminio) mediante el espectroscopio de emisión 

óptica por plasma acoplado inductivamente (ICP-OES). 

4. Compuestos de alta energía 

a) Azúcares 

b) Almidón 

c) Amilosa/amilopectina 

d) Contenido de aceite 

5. Compuestos antioxidantes 

a) Antocianinas 

b) Perfil de carotenoides 

c) Fenoles libres y totales 

6. Contenido de cenizas 

Todas las metodologías presentadas en este documento han sido validadas, ya sea por comparación 

con otros métodos o mediante evaluaciones entre laboratorios. 

Para mayor información, diríjase al Laboratorio de Calidad Nutricional de Maíz y Análisis de Tejido 

Vegetal del CIMMYT: 

Dra. Natalia Palacios Rojas 

n.palacios@cgiar.org 

Programa Global de Maíz 

CIMMYT (Centro Internacional de Mejoramiento de Maíz y Trigo) 

Tel.: +52 (55) 5804 2004 extensión 1112 

Fax: +52 (55) 5804 7558/59 

www.cimmyt.org 

1

Recomendaciones de seguridad 

En las metodologías aquí descritas se utilizan reactivos químicos que deben ser manipulados con 

responsabilidad y precaución, y que requieren el uso de equipo de protección personal adecuado. 

Siguiendo las buenas prácticas de laboratorio, el mínimo equipo de protección que debe portarse 

consta de bata, guantes y lentes de seguridad. Es muy importante utilizar una campana de 

extracción durante la preparación de algunos reactivos que son volátiles, tóxicos o corrosivos; en 

caso de no contar con una campana, utilizar un respirador. 

Asimismo, se recomienda al personal leer con mucha atención las hojas de seguridad (MSDS, por 

sus siglas en inglés) que proporcionan los proveedores de reactivos, ya que de esta manera podrán 

hacer un uso correcto de los productos, almacenar apropiadamente los químicos y seguir los 

procedimientos pertinentes, en caso de que llegara a ocurrir algún accidente. 

2

Consideraciones Generales 

Preparación de muestra 

Muestreo 

Las muestras que se utilicen deberán ser representativas del área y del objetivo del estudio, así como 

del material que se evaluará o analizará (por ejemplo, variedades de maíz de polinización abierta 

vs. líneas puras). La composición química de los materiales varía según su etapa de crecimiento o 

su desarrollo, o ambos. Otros factores que causan variaciones son las condiciones ambientales, la 

etapa fisiológica y el segmento de la planta que se toma como muestra. Por tanto, es recomendable 

seleccionar con mucho cuidado las muestras del material, guiándose por el diseño experimental y 

teniendo en mente el propósito del análisis. Cuando el objetivo sea, por ejemplo, evaluar semillas de 

maíz, se recomienda no utilizar los granos de los extremos (punta y base) de la mazorca. 

Cuando se trata de analizar microelementos como hierro y zinc, es importante poner especial cuidado 

durante el muestreo en campo (Stangoulis, J. y Sision, C., 2008) y tener en cuenta las siguientes 

recomendaciones: 

1. Asegúrese de que el grupo de trabajo esté consciente de que existe el riesgo de que los materiales 

se contaminen. 

2. Coseche cuando el grano haya alcanzado la madurez fisiológica, pero no deshoje las mazorcas. 

3. Ponga las mazorcas (sin quitar las hojas) en una bolsa limpia y evite todo contacto con el suelo, 

hasta que se asegure de que el área está limpia. 

4. Deshoje manualmente las mazorcas. Recuerde que quien recolecte las muestras no deberá usar 

joyería ni cualquier otro accesorio que pudiera ser fuente de contaminación por metales. 

5. Coloque las mazorcas en un recipiente limpio (por ejemplo, en una bolsa tejida de plástico 

[arpilla] limpia y destinada solo para este propósito). 

6. Colóquelas en bandejas de secado limpias (p.ej., plástico limpio) y séquelas a 40 °C durante 5 días 

en una estufa no contaminante; también puede secarlas al sol, sin quitarles las hojas (sobre una 

superficie limpia) y deshojarlas después. 

7. Con las manos limpias, desgrane las semillas y deposítelas en bolsas de plástico limpias o en 

sobres de papel, y mézclelas perfectamente. 

8. Para obtener una muestra representativa, distribuya de manera uniforme los granos en una 

superficie limpia, presiónelos para formar una capa y extiéndalos hasta formar un círculo (Figura 1). 

9. Muélalos finamente (las partículas deben pasar por una malla tamiz 30) en un molino analítico no 

contaminante (por ejemplo, molino de bola Retsch con recipientes de teflón y bolas de zirconio). 

Tome una submuestra para el análisis. Tenga mucho cuidado al colocar cada muestra en un sobre 

de papel o tubo de plástico nuevo, limpio y etiquetado. 

Figura 1. Ilustración del cuarteo de granos para obtener una muestra representativa. 

3

Lavado para remover contaminantes en tejido vegetal 

El tejido vegetal debe lavarse en el campo al momento de recolectar las plantas. De no ser esto 

posible, deberá mantenerse en ambiente frío y húmedo para que permanezca turgente hasta que se 

pueda lavar en el laboratorio. El lavado debe hacerse antes de iniciar el secado. 

Dado que la actividad metabólica altera la composición del tejido vegetal, la muestra deberá 

conservarse fría, congelada o como materia seca para mantener al mínimo la actividad metabólica. 

Secado en estufa 

Secar el tejido vegetal en una estufa de circulación forzada, libre de polvo, a una temperatura 

de 80 °C, para eliminar la humedad pero cuidando de no provocar una descomposición térmica 

considerable. Si el tejido se seca a temperaturas de menos de 80 °C puede quedar algo de humedad, 

pero secarlo a una temperatura más elevada podría ocasionar descomposición térmica. 

Molienda 

Cuando los análisis se hacen en el laboratorio, se recomienda moler mecánicamente el tejido vegetal 

seco para que la composición de la muestra sea más uniforme. 

Triturar primero los granos completos en un molino Wiley con puntos de contacto de acero 

inoxidable (las partículas deben pasar por una malla de acero inoxidable de 2 mm de diámetro); 

posteriormente utilizar un molino Tecator Cyclotec con malla de acero inoxidable (con orificios de 

0.5 mm de diámetro). 

La homogeneidad de la muestra es una condición fundamental para obtener datos confiables 

en los análisis químicos o en los análisis no destructivos. Asimismo, el tamaño de las partículas 

es sumamente importante si los análisis se hacen con la técnica de NIRS (espectroscopía de 

reflectancia en el infrarrojo cercano, por sus siglas en inglés). 

Depositar el polvo de las muestras en frascos de vidrio, bolsas de papel o polietileno, cerrarlos muy 

bien, etiquetarlos con la descripción exacta de su contenido (según sea la característica que se vaya 

a analizar) y almacenarlos. 

Lavado de semillas tratadas 

Si las semillas de trigo o maíz que serán analizadas han sido tratadas con algún producto químico o 

conservador, proceder de la siguiente manera: 

• Lavar la semilla con agua de la llave, luego con agua destilada y por último con agua 

desionizada. Usar equipo de protección personal en caso de que los productos que vayan a 

lavarse sean tóxicos. 

• Colocar las semillas lavadas en bandejas de plástico; asegurarse de que tengan el número de 

identificación de laboratorio correspondiente y dejarlas secar a temperatura ambiente durante 

24 horas. 

• Pesar las muestras secas y meterlas en sobres de papel de color amarillo. Asignarles el número 

de laboratorio correspondiente. 

Separación del endospermo 

• Para la separación del endospermo, remojar las semillas de 20 a 30 minutos en agua destilada. 

Quitar el pericarpio y eliminar el germen, con ayuda de unas pinzas y un bisturí. 

• Dejar que el endospermo se seque a temperatura ambiente durante la noche. 

4

Métodos de laboratorio 

Cuantificación de cenizas 

El método químico de referencia es el 08-01 1995 de la AACC para la cuantificación de cenizas totales, 

que se utiliza también para la determinación de cenizas en granos de maíz. En el laboratorio podemos 

generar una curva de calibración, utilizando un espectrofotómetro de reflectancia, que nos permite 

determinar el contenido de cenizas en hojas de maíz. 

Cuadro 1. Materiales y reactivos que se utilizan en la cuantificación de cenizas. 

Reactivo Especificaciones Recomendaciones especiales 

Cloruro de calcio CaCl 2 (en trozos) Usar como agente desecante. 

Aparatos Especificaciones Recomendaciones especiales 

Mufla eléctrica 

Pinzas para mufla 

Usar un pirómetro para medir la temperatura. 

Crisoles para determinación de cenizas De platino o silicio, de preferencia. Utilizar guantes de asbesto al sacar 

los crisoles de la mufla. 

Desecador 

Verificar frecuentemente 

el agente desecante. 

Procedimiento: 

Muestreo y molienda 

1. Tomar al azar de 20 a 30 semillas como muestra representativa del material. 

2. Asegurarse de que todas las semillas de la muestra tengan un contenido de humedad similar. 

3. Moler finamente cada muestra. 

Incineración 

1. Secar la muestra durante 24 horas a 80 °C. 

2. Etiquetar los crisoles para determinación de cenizas de acuerdo con el número de laboratorio. 

3. Colocar los crisoles en la mufla durante 1 hora a 600 °C. 

4. Enfriar la muestra y los crisoles en un desecador. 

5. Pesar los crisoles y anotar su peso. 

6. Pesar 2 g de la muestra. 

7. Mantener los crisoles con la muestra en una mufla eléctrica a 600 °C de 6 a 8 horas. 

8. Sacar los crisoles de la mufla y dejarlos enfriar en un desecador hasta que estén a temperatura 

ambiente. Pesar el residuo y registrar el dato. 

Cálculo: 

peso del residuo 

% cenizas = –––––––––––––––––– x 100 

peso de la muestra 

Cuadro 2. Soluciones a problemas comunes en la determinación de cenizas. 

Problema 

Se detecta aumento de humedad durante el registro del 

peso seco de la harina y/o cuando se pesan las cenizas. 

Color oscuro o pardo de las cenizas. 

5 

Solución 

Secar y pesar por lotes. Usar varios desecadores. 

Asegurarse de que el incremento de temperatura 

haya sido gradual.

Extracto etéreo (grasa cruda) 

El método químico de referencia es el AACC 30-25, 1995. 

Cuadro 3. Materiales y reactivos que se utilizan en la cuantificación de grasa cruda. 

Reactivo Especificaciones Recomendaciones especiales 

Éter de petróleo Sigma-Aldrich Cat. 184519 Utilizar respirador, debido a que se trata de 

CAS 8032-32-4 

un solvente altamente volátil. 

Aparatos Especificaciones Recomendaciones especiales 

Desengrasador continuo Tipo Goldfisch Verificar que el agua del sistema 

de enfriamiento esté limpia y a 

temperatura baja. 

Pinzas para mufla 

Limpias y libres de fuentes 

de contaminación. 

Dedales de celulosa 

Limpiar perfectamente con aire. 






Extracción 

4. Determinar el peso seco/constante de los vasos. 

5. Pesar 2 g de harina deshidratada y colocarla en el interior del cartucho (dedal) de celulosa de 

extracción (peso seco de la muestra). 

6. Encender la bomba y conectarla al sistema de refrigeración. Asegurarse de que la circulación de 

agua fría es constante. 

7. Precalentar los calentadores de 8 a 10 minutos. 

8. Seleccionar el nivel de calentamiento indicado (normalmente nivel 5). 

9. Colocar los dedales en sus correspondientes tubos condensadores. 

10. Acoplar los tubos condensadores en el sistema de recirculación/reflujo. 

11. Agregar de 25 a 35 mL de éter de petróleo (solvente) a cada vaso. 

12. Fijar los vasos en el sistema, asegurándose de que estén correctamente acoplados. 

13. Asegurarse de que todos los vasos estén correctamente instalados y de que no hay no 

fugas de solvente. 

14. Desbloquear los calentadores (parrillas) y empujar hacia arriba hasta que toquen la base 

de los vasos. 

15. Mantener el material en reflujo durante 6 horas. 

16. Al terminar de hacer la extracción, separar las parrillas y colocar los cubrecalentadores. 

17. Recuperar el solvente (con los tubos de recuperación apropiados). 

18. Secar el extracto colocando el vaso inclinado en el portavasos. Después de que se evapore la 

mayor parte del solvente, mantener el vaso en la estufa de secado durante una hora a 130 °C. 

19. Pesar los vasos con la muestra (peso del extracto etéreo). 

6

Cálculo: 

peso del extracto etéreo 

% grasa cruda = ––––––––––––––––––––––– x 100 

peso de la muestra 

Cuadro 4. Soluciones a problemas comunes en la determinación de grasa cruda. 

Problema 

Pérdida o evaporación de solvente al inicio de la extracción. 

La ebullición/burbujeo no es homogéneo en todos los vasos. 

Dificultad para limpiar los vasos. 

Variación/inestabilidad cuando se pesan los vasos que 

contienen el extracto etéreo. 

Solución 

• Revisar que los empaques estén bien colocados. 

• Verificar que los vasos estén en buenas condiciones 

(que no tengan cuarteaduras ni imperfecciones). 

Revisar que las parrillas estén en óptimas condiciones. 

Evitar que el secado del extracto etéreo se prolongue 

por más de una hora. 

Asegurarse de que los vasos ya estén a temperatura 

ambiente. 

7

Determinación de nitrógeno 

Como referencia se usa el Método Industrial #334-74, 1977 desarrollado para el Autoanalizador 

Technicon II (Technicon Autoanalyzer II). 

La determinación de nitrógeno se basa en un método colorimétrico en el cual se forma un compuesto 

de color verde esmeralda por la reacción del salicilato y del hipoclorito con el amoníaco. 

El Espectrofotómetro de Reflectancia en el Infrarrojo Cercano (NIRS) cuenta con una curva de 

calibración para la determinación de nitrógeno en tejido vegetal molido de trigo y en harina de maíz. 

Cuadro 5. Materiales y reactivos que se utilizan en la determinación de nitrógeno. 

Reactivo/mezcla Reactivos Recomendaciones 

de reactivos específicos/especificaciones Preparación especiales 

Ácido sulfúrico JT Baker Cat. B5991-18 • Almacenar a temperatura 

(grado analítico, 98 %) CAS 7664-93-9 ambiente en un recipiente 

protegido de la luz. 

Mezcla catalítica • Sulfato de potasio (Merck Cat. • Mezclar muy bien • Manejar con mucho cuidado, 

1.05153.1000) 1 kg de K 2 SO 4 con ya que el selenio es un reactivo 

• Selenio (Merck Cat. 1.07714.0250) 5 g de selenio. muy peligroso. 

• Almacenar a temperatura ambiente. 

Mezcla 1 de reactivos • Cloruro de sodio (JT Baker Cat. • Disolver 200 g de cloruro de • Almacenar a temperatura 

3624-05 CAS 7647-14-5) sodio, 15 mL de ácido sulfúrico ambiente. 

• Ácido sulfúrico (JT Baker Cat. B5991-18 y 2 mL de Brij 35. 

CAS 7664-93-9) 

• Completar el volumen a 2 L 

• Brij 35 purificado (Pierce Cat. 20806) con agua destilada. 

Mezcla 2 de reactivos • Fosfato dibásico de sodio • Disolver 71 g de fosfato dibásico • Almacenar a temperatura 

anhidro (JT Baker 3828) de sodio anhidro y 20 g de ambiente. 

• Hidróxido de sodio (JT Baker 

hidróxido de sodio. 

3722-05 CAS 1310-73-2) • Completar el volumen a 1 L 

con agua destilada. 

Tartrato de sodio • Tartrato de sodio y potasio • Disolver 200 g de tartrato de • Almacenar a temperatura 

y potasio 0.71 M tetrahidratado (Mallinckrodt sodio y potasio en 1 L de ambiente. 

Cat. 2367 CAS 1310-73-2) 

agua destilada. 

Hidróxido de sodio 5 M • Hidróxido de sodio (JT Baker • Disolver 200 g de hidróxido de • Almacenar a temperatura 

3722-05 CAS 1310-73-2) sodio en 1 L de agua destilada. ambiente. 

Mezcla 3 de reactivos • Mezcla 2 de reactivos • Mezclar 400 mL de la mezcla de • Almacenar a temperatura 

• Tartrato de potasio 0.72 M reactivos 2, 500 mL de tartrato ambiente en la oscuridad 

• Hidróxido de Sodio 5 M de potasio 0.72M, 500 mL de un máximo de 15 días. 

• Brij 35 purificado (Pierce 

hidróxido de sodio 5 M y 1 mL 

Cat. 20806) de Brij 35. 

• Agregar agua destilada 

hasta obtener un volumen de 2 L. 

Mezcla 4 de reactivos • Salicilato de sodio (Sigma-Aldrich • Disolver 300 g de salicilato de • Almacenar a temperatura 

Cat. 058K0010) sodio y 600 mg de nitroprusiato ambiente en la oscuridad. 

• Nitroprusiato de sodio dihidratado de sodio. 

(Merck Cat. 1.06541.1000) • Añadir 2 mL de Brij 35 

• Brij 35 purificado (Pierce Cat. 20806) 

y agregar agua destilada hasta 

obtener un volumen de 2 L. 

Hipoclorito de • Hipoclorito de sodio • Disolver 6 mL de hipoclorito • Almacenar a temperatura 

sodio al 6% (marca comercial Cloralex) de sodio y agregar agua ambiente en la oscuridad. 

destilada hasta obtener un 

volumen de 100 mL. 

Sulfato de amonio • Sulfato de amonio granular • Disolver 10 mg de sulfato de • Almacenar a 4 °C. A esta 

(100 μg/mL) (JT Baker Cat. 0792-01 CAS amonio en 100 mL de temperatura se mantiene 

7793-20-2) agua destilada. estable por un mes. 

8


Digestión de la muestra 

1. Pesar 40 mg de la muestra molida. Incluir dos muestras testigo. 

2. Colocar la muestra en el fondo de un tubo de digestión de 75 mL. 

3. Incluir uno o dos tubos con blancos (vacíos, sin muestra) por cada digestión. 

4. Agregar a cada tubo 2 g de la mezcla catalítica y 2.5 mL de H 2 SO 4 concentrado por las paredes 

de los tubos. Dejar reposar hasta que cese la reacción. 

5. Digerir a 380 °C durante 90 minutos en un digestor precalentado, en la campana de extracción. 

Análisis de la muestra 

6. Sacar la rejilla de tubos del bloque de digestión; dejarlos enfriar a temperatura ambiente y luego 

agregar 75 mL de agua destilada para evitar formación de cristales. Asegúrese de que la solución 

de digestión esté totalmente clara. 

7. Cerrar bien los tubos con una tapa de hule (goma) y mezclar su contenido invirtiéndolos 

varias veces. 

8. Transferir 2 mL de la solución a los frascos del Analizador Technicon y colocar las muestras en el 

Autoanalizador. 

9. Establecer la línea base ajustando, mediante la bomba, el flujo de cada uno de los cuatro 

reactivos: las mezclas de reactivos 1, 3, 4 y el hipoclorito de sodio. 

10. Ajustar el graficador a 0% utilizando el blanco de digestión. 

11. Correr los cuatro tubos con los blancos de digestión y verificar que la línea base indique 0%. 

12. Correr cuatro tubos con la muestra estándar de 20 μg/mL y poner el pico a 70% en el graficador. 

13. Correr las muestras testigo y las muestras que se van a analizar. 

Preparación del estándar de nitrógeno 

1. Preparar una solución de sulfato de amonio 100 μg/mL en agua destilada. 

2. Cada vez que se analicen muestras, preparar una dilución para obtener una concentración de 

20 μg/mL de sulfato de amonio con la solución blanco de la digestión. 

Recomendaciones especiales: 

a) Puede utilizar jabón para lavar los tubos de digestión, pero debe eliminar todos los residuos con 

agua desionizada. 

b) Si fuera necesario, las muestras digeridas se pueden almacenar a temperatura ambiente, 

protegidas del aire, durante un máximo de 7 días antes de analizarlas. Sin embargo, es mejor 

analizar las muestras digeridas lo antes posible. 

c) Los frascos del Technicon deben estar limpios. Lavarlos tres o cuatro veces solo con agua 

deionizada. No utilizar ningún tipo de jabón. 

d) Siempre se incluyen por lo menos dos testigos (normal y QPM) en cada juego de 34 muestras que 

se analiza. 

e) Calibrar el Technicon cada vez que se hagan análisis. 

9

Cuadro 6. Soluciones a problemas comunes en la determinación de nitrógeno. 

Problema 

La línea base es demasiado alta o variable 

Cambios en los valores de las muestras de verificación 

La solución de la digestión no es clara 

Manchas negras/amarillas en la solución de la digestión 

Solución 

• Compruebe que todos los reactivos estén siendo bombeados en el sistema. 

• Si se preparó un reactivo nuevo, asegúrese de haber seguido el 

procedimiento correcto. 

• Prepare nuevos reactivos. 

• Pese las muestras correctamente. 

• Asegurarse de que las muestras fueron digeridas por completo. 

• Asegúrese de que la mezcla de reactivos 3 no se haya oxidado. 

• Si está oxidada, prepare una nueva. 

• Verifique la calidad de los reactivos. 

• Prepare reactivos nuevos. 

• Asegúrese de que tanto la muestra como la mezcla catalizadora 

se encuentren en el fondo del tubo. 

• Agregue el ácido sulfúrico, con cuidado haciendo que resbale suavemente 

por la pared del tubo. 

• Revise la temperatura del bloque de digestión. 

• Vea que los pozos del bloque de digestión estén limpios. 

• Aumente 20 minutos al tiempo de digestión. 

Cálculo del porcentaje de nitrógeno: 

Donde: 

o 

20 μg N 2 /mL corresponde al 70 % en la gráfica 

1 % en la gráfica = 0.2857 μg N/mL en la digestión. 

μg N/mL en la digestión = % de lectura en la gráfica x 0.2857 μg N 2 /mL 

μg N 2 en 75 mL en la digestión = % de lectura en la gráfica x 0.2857 μg N 2 /mL x 75 

20 μg N/mL 

Factor de cálculo = ––––––––––––––––––––––––– x volumen de digestión x 100% 

divisiones de la gráfica x 1,000 

2.1427 x lectura 

% N 2 = –––––––––––––––––––––– 

peso de la muestra (mg) 

Determinación de proteína 

La cantidad de proteína se puede estimar a partir del valor de nitrógeno; en el caso de maíz, 

se estima como sigue: 

% proteína = % de nitrógeno x 6.25 (factor de conversión para el maíz) 

10

D eterminación de triptófano en grano de maíz 

utilizando ácido glioxílico 

Nurit et al., 2009 

Cuadro 7. Materiales y reactivos que se utilizan en la determinación de triptófano. 

Reactivo/mezcla Reactivos específicos Preparación Recomendaciones especiales 

Solución de acetato: Acetato de sodio trihidratado • Pesar 13.53 g de acetato de sodio por 1 L de • Mantener una solución concentrada 

01 M CH 3 COONa•3H 2 O (JT Baker Cat. 3460) agua destilada. a 4 °C en reserva. 

• Ajustar el pH a 7,0 con NaOH. 

• Se mantiene estable varias semanas. 

Solución de papaína Papaína (Mixim 0.10 MCU) • Pesar 40 mg de papaína para 40 mL de solución. • Preparar la solución cada vez 

1 mg/mL • Se recomienda siempre preparar una mayor que se utilice. 

cantidad de solución nueva de la que se • Asegúrese de que la solución 

necesita (3 mL por cada muestra y 1.125 amortiguadora de acetato de sodio 

cuando se hace en microtubos). 

esté a temperatura ambiente. 

• Disolver la papaína en la solución de acetato • Observe que el polvo de papaína 

de sodio a temperatura ambiente. 

esté completamente disuelto. 

Reactivo A: ácido Ácido sulfúrico (JT Baker • Colocar un matraz volumétrico de 1000 mL • Preparar bajo una campana 

sulfúrico 30 N Cat. B5991-18 CAS 7664-93-9) en hielo. de extracción. 

• Adicionar 166.7 mL de agua desionizada. 

• Lenta y cuidadosamente, agregar 833.3 mL 

de ácido sulfúrico (96 %) y aforar con 

ddH 2 O. 

Reactivo B: ácido Ácido sulfúrico (JT Baker • Mezclar al mismo tiempo 35 mL de ácido • Preparar bajo una campana 

sulfúrico 7 N Cat. B5991-18 CAS 7664-93-9) sulfúrico 30 N con 115 mL de agua desionizada. de extracción. 

• Aforar a 150 mL. 

Reactivo C: ácido Ácido glioxílico monohidratado • Pesar 0.9205 g de ácido glioxílico y colocar • Preparar diariamente. 

glioxílico 0.1 M (Sigma-Aldrich Cat. G10601 en un matraz aforado de 100 mL. • El ácido glioxílico en polvo debe 

CAS 563-96-2) • Añadir 50 mL de H 2 SO 4 7 N. almacenarse en un desecador. 

• Agitar el matraz muy lentamente hasta que 

el ácido glioxílico se disuelva completamente. 

• Aforar a 100 mL con H 2 SO 4 7 N. 

Reactivo D: cloruro Cloruro férrico (Sigma • Disolver 0.050 g de FeCl 3 •6H 2 O en • Preparar diariamente. 

férrico 1.8 mM -Aldrich Cat. F2877-100G un matraz volumétrico de100 mL, • Asegurarse de que se disuelva 

CAS 10025-77-1) utilizando el reactivo C. completamente. 

• Tener en cuenta que el FeCl 3 es 

altamente higroscópico. 

Reactivo E: reactivo • Una hora antes, preparar una mezcla • Preparar diariamente. 

colorimétrico. en una proporción 1:1 de los reactivos A y D, • Proteger de la luz y del oxígeno; 

dependiendo de las muestras que se 

usar un frasco de color ámbar. 

vayan a analizar. 

Solución concentrada DL-Triptófano (Merck • Disolver 10 mg de DL-triptófano en 100 mL • El triptófano en polvo debe 

de triptófano Cat. 1.08375.0025) de agua desionizada. almacenarse en un desecador. 

(100 μg/mL) • Preparar cada semana y 

almacenar a 4 °C. 

• Agitar muy bien antes de preparar 

las diluciones para la curva estándar. 




2. Moler finamente cada muestra; el tamaño de partícula deberá ser igual o menor a 0.5 mm. 

11

Desengrasado 

3. Colocar cada muestra en un cartucho de papel filtro comercial (tamaño: 10 x 2 cm, 

aproximadamente). 

4. Desengrasar las muestras durante seis horas, con aproximadamente 300 mL de hexano por 

matraz balón, en un extractor continuo tipo Soxhlet. 

5. Secar las muestras al aire y asegurarse que todo el hexano se ha evaporado. 

Digestión 

6. Pesar 30 mg de harina desengrasada, de cada muestra, en un tubo Eppendorf de 1.5 mL. Se 

recomienda hacer una repetición técnica por muestra. 

7. Agregar 1.125 mL de solución de papaína. 

8. Siempre incluir por lo menos 2 blancos, 4 testigos (con una concentración conocida de triptófano: 

2 QPM y 2 normales) y la curva de calibración (ver los detalles más adelante). 

9. Cierre los tubos. 

10. Agitar vigorosamente las muestras en el vórtex y colocarlas en una estufa a 65 °C durante 

16 horas (toda la noche). Agitarlas dos veces más, una hora después de colocarlas en la estufa y 

una hora antes de que termine el período de incubación (16 horas). Asegúrese de que no haya 

evaporación durante la incubación. 

11. Sacar los tubos de la estufa y dejarlos enfriar a temperatura ambiente. 

12. Agitar los tubos en el vórtex justo antes de centrifugarlos a 3,600 g durante 10 min. Asegurarse 

de que el sobrenadante no contenga partículas de las muestras; en caso de que las tenga, volver a 

centrifugar los tubos. 

Reacción colorimétrica 

13. Con mucho cuidado, transferir 50 μL de hidrolizado (sobrenadante) a un tubo de vidrio. 

14. Agregar 150 μL del reactivo E (reactivo colorimétrico). 

15. En el vórtex, agitar vigorosamente cada muestra de 3 a 5 segundos. 

16. Incubar los tubos en la estufa a 64 °C por 30 minutos para que se desarrolle el color. 

17. Sacar los tubos de la estufa y dejarlos enfriar a temperatura ambiente. 

18. Leer la absorbancia a 560 nm en un espectrofotómetro de placas. 

Recomendaciones especiales 

a) Es importante desengrasar la harina de maíz para mejorar la precisión y la reproducibilidad de 

los resultados. Cuando no se desengrasan las muestras, se detecta, en promedio, un 0.8% menos 

de triptófano con este protocolo. 

b) Después de centrifugar las muestras (paso 12), asegurarse de que no haya partículas adheridas 

a la pared del tubo o flotando en el sobrenadante. Si hay partículas adheridas, agitar la muestra 

una vez más en el vórtex y centrifugar por 15 minutos. 

c) Como en todos los métodos analíticos, esta reacción es muy sensible a la precisión del pipeteo. 

Asegúrese de que las pipetas o los dispensadores estén calibrados correctamente. 

d) Incluya siempre una curva estándar por cada juego de muestras analizadas en un día. 

e) Siempre medir el blanco del mismo lote de papaína. La papaína es una proteína que contiene 

grandes cantidades de triptófano (cada molécula de papaína contiene 7 unidades de triptófano). 

Es necesario restar esta cantidad al hacer los cálculos correspondientes a cada muestra. 

Curva estándar 

Preparar una solución concentrada de 100 μg/mL de triptófano en acetato de sodio 0.1 M con pH 7 

(preparar cada semana y almacenar a 4 °C). 

En tubos falcón de 15 mL, preparar diariamente diluciones de 0, 10, 15, 20, 25 y 30 μg/mL (en acetato 

de sodio 0.1 M con pH 7). Agitar muy bien en el vórtex antes de usarlas. 

Producir una reacción colorimétrica (pasos 13 a 18) utilizando 1 mL de las diluciones. 

12

Cuadro 8. Preparación de la curva estándar de triptófano. 

Solución concentrada 

Acetato de sodio 

Tubo N° de Trp [100μg/mL] (mL) 0.1 N, pH 7.0 (mL) Volumen total (mL) Concentración μg Trp/mL 

1 0.0 10.0 10.0 0.0 

2 1.0 9.0 10.0 10.0 

3 1.5 8.5 10.0 15.0 

4 2.0 8.0 10.0 20.0 

5 2.5 7.5 10.0 25.0 

6 3.0 7.0 10.0 30.0 

Cálculos: 

Curva estándar de triptófano (curva de calibración) 

Desarrollar una curva de calibración utilizando cantidades conocidas de triptófano, desde 0 hasta 

30 μg/mL. Graficar las lecturas de absorbancia a 560 nm como una función de la concentración y 

calcular la pendiente (m) de la curva estándar. Nótese que con la pendiente se usa la unidad DO*mL/μg. 

Cálculo del porcentaje de triptófano 

La cantidad de triptófano en cada muestra se estima utilizando la siguiente ecuación: 

Ejemplo: 

OD 520nm volumen hidrolizado 

% Trp = ––––––––––––––– x ––––––––––––––––––– x 100% 

pendiente peso de muestra 

0.5 3 mL 

% Trp (μg/μg) = –––––––––––– x –––––––––––– x 100 

0.0095 OD 80,000 μg 

μg/mL 

Sin embargo, esta cantidad incluye el triptófano presente en la muestra, más el presente en la papaína. 

Para calcular el contenido de triptófano en el material biológico (polvo de grano desengrasado), reste 

el valor de la papaína. 

Entonces, el porcentaje de triptófano deberá calcularse a partir del valor corregido de absorción. 

% Trp = DO 560 nm corregida x factor 

Donde: 

DO 560 nm corregida = DO 560nm muestra – DO 560nm promedio de los blancos de papaína 

0.00375 

Factor = ––––––––– 

pendiente 

Nótese que: 

1.3 mL 

––––––––– x 100 = 0.00375 

80,000 μg 

En general, una muestra con más de 0.070% de triptófano en grano completo es considerada QPM. 

No obstante, esta condición depende también del contenido de proteína y, por lo tanto, del valor del 

índice de calidad (% Trp/proteína). 

13

Cuadro 9. Soluciones a problemas comunes en la determinación de triptófano. 

Problema 

No hay desarrollo de color en la reacción. 

Cambios de valor en la DO de la curva estándar de triptófano. 

La DO del blanco de papaína es demasiado alta. 

La DO del blanco de papaína es demasiado baja. 

Valores bajos para las muestras testigo. 

Las mediciones de DO entre repeticiones varían demasiado. 

La papaína no se disuelve. 

Solución 

1 . Probar otro lote del reactivo colorimétrico. 

2. Verifique la calidad de la curva estándar de triptófano. 

3. Asegúrese de que el ácido sulfúrico es 30 N. 

4. Compruebe la calidad de todos los reactivos. 

Prepare reactivos nuevos. 

5. Asegúrese de que se está usando la cantidad correcta de cada reactivo. 

1. Asegúrese de que se está usando la cantidad correcta de papaína. 

2. Usar otro lote de papaína. 

1. Asegurarse de que se está usando la cantidad correcta de papaína. 

2. Usar otro lote de papaína. 

1. Compruebe que las muestras han sido desengrasadas debidamente 

(se recomiendan 6 horas de desengrasado utilizando hexano). 

2. Asegúrese de que la digestión de las muestras fue correcta. 

3. Observe que al terminar la digestión no queden partículas en la 

pared del tubo. (Si esto ocurre, agite la muestra en el vórtex y 

centrifúguela de nuevo por15 minutos). 

4. Verifique la temperatura (64 °C) y el tiempo de incubación (16 horas). 

5. Verifique la calidad y cantidad de los reactivos. 

6. Asegúrese de que la solución concentrada de triptófano sea homogénea 

antes de hacer las diluciones para la curva estándar de triptófano. 

7. Mezclar bien la solución concentrada de triptófano antes de 

hacer las diluciones. 

8. Preparar más solución concentrada de triptófano. 

1. Asegurarse de que las muestras se han molido correcta y finamente. 

2. Verificar la precisión con que se pesaron las muestras. 

3. Compruebe que las repeticiones sean analizadas de la misma manera, 

utilizando el mismo lote de reactivos. 

4. Observe que las muestras estén a temperatura ambiente antes de 

hacer la lectura. 

5. Calibrar el espectrofotómetro a “cero” y asegurarse de que se mantenga 

estable antes de hacer las lecturas de las muestras. 

1. Verifique que la solución de acetato esté a temperatura ambiente. 

14

Determinación de lisina en grano de maíz 

El procedimiento colorimétrico para la cuantificación de lisina se divide en dos etapas. La primera 

consiste en la protección del grupo α−amino de la cadena de lisina por reacción con el cobre, el cual 

también bloquea el grupo amino de los péptidos de bajo peso molecular presentes en el hidrolizado. 

La segunda etapa consiste en la reacción del 2-cloro-3,5-dinitropiridina con el grupo γ −amino de 

la cadena de lisina protegida, que forma un compuesto coloreado de lisina γ -dinitropiridil que se 

determina espectroscópicamente a 390 nm. 

Cuadro 10. Reactivos que se utilizan en la determinación de lisina. 


Solución amortiguadora • Fosfato de sodio dibásico • Disolver 3.19 g de fosfato de sodio en • Mantener como reserva a 4 °C; 

de fosfatos 0.03 M, pH 7.4 Na 2 HPO 4 (JT Baker 400 mL de agua desionizada. a esta temperatura se mantiene 

Cat. 3828 CAS 7558-79-4) • Disolver 1.04 g de fosfato de potasio estable por varias semanas. 

• Fosfato de potasio monobásico en 300 mL de agua desionizada. 

KH 2 PO 4 (JT Baker Cat. 3246) • Mezclar las dos soluciones y obtener 

un volumen final de 1 L. 

• Ajustar el pH a 7.4 con HCl. 

Solución de papaína 4 mg/mL • Papaína (Mixim 0.10 MCU) • Pesar 1.6 g de papaína por cada 400 mL • Preparar solo la cantidad 

de solución (siempre preparar una 

requerida. 

mayor cantidad de solución nueva de la • Asegurarse de que la solución 

que se necesita, ya que se utilizan 5 mL amortiguadora de fosfatos esté 

por muestra. 

a temperatura ambiente. 

• Disolver la papaína en la solución 

• Asegurarse de que el polvo de 

amortiguadora de fosfatos 0.03 M 

papaína se haya disuelto 

con pH 7.4 y a temperatura ambiente. totalmente. 

Solución de papaína 5 mg/mL • Papaína (Mixim 0.10 MCU) • Pesar 125 mg de papaína para • Preparar cada vez que se va a usar. 

25 mL de solución (siempre preparar • Asegurarse de que la solución 

una solución nueva, ya que se necesitan amortiguadora de fosfatos esté a 

20 mL para la curva de calibración). temperatura ambiente. 

• Disolver la papaína en la solución 

• Asegurarse de que el polvo de 

amortiguadora de fosfatos 0.03 M 

papaína se haya disuelto 

con pH a 7.4 y a temperatura ambiente. totalmente. 

Solución amortiguadora de • Carbonato de sodio Na 2 CO 3 • Disolver 6.36 g de carbonato de sodio Mantener como solución de 

carbonato 0.6 M pH 9 (JT Baker Cat. 3602) en 100 mL de agua desionizada. reserva a 4 °C. A esta temperatura 

• Bicarbonato de sodio NaHCO 3 • Disolver 25.2 g de bicarbonato de sodio se mantiene estable por varias 

(JT Baker Cat. 3506-05) en 500 mL de agua desionizada. semanas. 

• Mezclar ambas soluciones con pH 9. 

Solución buffer de • Solución de borato de sodio • Disolver 19.07 g de borato de sodio • Almacenar a 4 °C; a esta 

boratos 0.05 M, pH 9 decahidratado Na 2 B 4 O 7 •10H 2 O en 1 L de agua desionizada. temperatura se mantiene estable 

(Sigma-Aldrich Cat. S-9640) 

por varias semanas. 

Suspensión de fosfato • Cloruro cúprico dihidrato, • Disolver 2.8 g de cloruro cúprico en • Mantener una reserva a 4 °C; 

de cobre cristal CuCl 2 •2H 2 O 100 mL de agua desionizada. a esta temperatura se mantiene 

(J.T. Baker Cat. 1792-01). • Disolver 13.6 g de fosfato sódico tribásico estable por varias semanas. 

• Fosfato de sodio tribásico en 200 mL de agua desionizada. 

dodecahidrato Na 3 PO 4 •12H 2 O • Mezclar ambas soluciones por agitación; 

(J.T. Baker Cat. 3836) 

dividir el volumen en 8 tubos de 

centrífuga (aprox. 37.5 mL por tubo). 

• Centrifugar a 2,000 rpm durante 5 min. 

• Retirar el sobrenadante y resuspender 

el precipitado (pellet) tres veces con 15 mL 

de solución amortiguadora de boratos. 

• Eliminar el sobrenadante las tres veces. 

15


• Por último, resuspender todos los 

precipitados en 80 mL de solución 

amortiguadora de boratos. 

• Se pueden utilizar 10 mL de solución 

en cada tubo de centrífuga para 

recolectar las 8 soluciones. 

Ácido clorhídrico 1.2 N Ácido clorhídrico • Mezclar 100 mL de HCl y 300 mL • Preparar esta solución bajo una 

(Merck Cat. 1.00317.2500) de agua desionizada. campana de extracción. 

• Agregar hasta obtener un volumen de 1 L. 

Acetato de etilo Acetato de etilo 99.9% • Usar directamente 

(J.T. Baker 9280) 

Mezcla de aminoácidos DL-aminoácidos • De los siguientes aminoácidos, 

(Sigma-Aldrich Cat. 6364) pesar las cantidades que se indican: • Almacenada a 4°C se mantiene 

20 mg de cisteína; 20 mg de metionina; estable por varios meses. 

20 mg de prolina; 30 mg de histidina; 

30 mg de alanina; 30 mg de isoleucina; 

30 mg de treonina; 30 mg de tirosina; 

40 mg de glicina; 40 mg de fenilalanina; 

40 mg de valina; 50 mg de arginina; 

50 mg de serina; 60 mg de ácido 

aspártico; 80 mg de leucina; 

300 mg de ácido glutámico. 

• Mezclar todos los aminoácidos y pesar 

100 mg por cada 10 mL de solución 

amortiguadora de carbonatos. 

Reactivo 2-cloro-3 , Sigma-Aldrich, • Disolver 0.240 g de • Preparar diariamente. 

5-dinitropiridina Cat. 22.404-9 2-cloro-3,5-dinitropiridina en 8 mL • Proteger de la luz y del oxígeno. 

(3% en metanol) de metanol. • Asegurarse de que la 

dinitropiridina se disuelva 

completamente. 

Solución concentrada L-Lisina monoclorhidrato • Para la solución de L-lisina • Preparar cada semana y 

de lisina (2500 μg/mL) (Nutritional Biochemicals monohidroclorada, disolver almacenar a 4 °C. 

Corp. Cat. 6364) 78.125 mg en 25 mL de solución • Agitar vigorosamente en el 

amortiguadora de carbonatos 

vórtex antes de preparar las 

0.05 M con pH 9,0. diluciones para la curva estándar. 

• Para la solución de L-lisina, disolver 

62.5 mg en 25 mL de solución 

amortiguadora de carbonatos 

0.05 M con pH 9.0. 






Desengrasado 

4. Transferir cada muestra a un cartucho de papel filtro comercial (por ejemplo, de 10 x 11 cm). 

5. Desengrasar las muestras con aproximadamente 300 mL de hexano por matraz de bola 

durante 10 horas en un extractor tipo Soxhlet. 

6. Secar las muestras al aire y asegurarse de que todo el hexano se ha evaporado. 

Digestión 

7. Por cada muestra, pesar 100 mg de harina desengrasada en tubos falcón. 

8. Agregar 5 mL de la solución de papaína 4 mg/mL. 

9. Siempre incluir al menos 2 blancos, 4 testigos (con una concentración conocida de lisina: 

2 QPM, 2 normales). 

16

10. Cerrar los tubos. Agitar las muestras en el vórtex y colocarlas en la estufa a 64 °C durante 

16 horas (toda la noche). Si fuera posible, agítelas dos veces más, una hora después de colocarlas 

en la estufa y una hora antes de que termine el período de incubación (16 horas). Asegurarse de 

que no haya evaporación durante la incubación. 

11. Retirar los tubos de la estufa y dejarlos enfriar a temperatura ambiente. 

12. Agitar los tubos en el vórtex justo antes de centrifugarlos a 2,500 rpm durante 5 minutos. 

Asegurarse que el sobrenadante no contenga partículas de las muestras; en caso de que las tenga, 

volver a centrifugar los tubos. 


13. Transferir 1 mL a un tubo de centrífuga y agregar 0.5 mL de la solución amortiguadora de 

carbonatos y 0.5 mL de la suspensión de fosfato de cobre. 

14. Agitar manualmente durante 5 minutos y centrifugar a 2,000 rpm durante 5 min. 

15. Transferir 1 mL del sobrenadante a un tubo nuevo. 

16. Agregar 0.1 mL del reactivo 2-cloro-3,5-dinitropiridina y agitar en el vórtex. 

17. Mantener los tubos a temperatura ambiente y protegidos de la luz durante 2 horas; agitar cada 

30 minutos. 

18. Agregar 5 mL de HCl 1.2 N en cada tubo y agitar en el vórtex. 

19. Agregar 5 mL de acetato de etilo. 

20. Cerrar los tubos y mezclar la solución, invirtiéndolos 10 veces. 

21. Retirar la fase superior con una jeringa conectada a un tubo de polietileno. Repetir dos veces más 

los pasos 20 a 22. 

22. Leer la absorbancia a 390 nm en un espectrofotómetro. 


1. Preparar una solución concentrada de lisina a 2500 μg/mL en una solución amortiguadora de 

carbonatos. 

2. En tubos falcón de 15 mL, preparar diluciones de 0, 250, 500, 750 y 1,000 μg/mL (diluir en 

solución amortiguadora de carbonatos 0.05 M, con pH 9). Agitar muy bien las diluciones en el 

vórtex antes de utilizarlas. 

Cuadro 11. Preparación de la solución concentrada de lisina. 

Solución concentrada Solución amortiguadora Volumen Concentración 

Tubo N° de lisina 2500 μg/mL (mL) de carbonatos 0.6 M, pH 9.0 (mL) total (mL) μg Lis/mL 

1 0 10.0 10.0 0 

2 1 9.0 10.0 250 

3 2 8.0 10.0 500 

4 3 7.0 10.0 750 

5 4 6.0 10.0 1000 

3. En tubos falcón nuevos de 15 mL, preparar concentraciones de lisina a partir de la primera 

solución concentrada. Para las nuevas concentraciones, transferir 1 mL de las soluciones a cada 

tubo y agregar 4 mL de solución de 5 mg/mL de papaína. Agitarlas muy bien en el vórtex antes 

de usarlas. 

Cuadro 12. Preparación de la curva estándar de lisina. 

Tubo N° Concentraciones de lisina Solución de papaína Volumen Concentración con 

0-1000 μg/mL (mL) 5 mg/mL (mL) total (mL) papaína μg Lis/mL 

1 1 4 5 0 

2 1 4 5 50 

3 1 4 5 100 

4 1 4 5 150 

5 1 4 5 200 

17

4. Preparar la reacción colorimétrica (pasos 13 a 22) con 1 mL de las diluciones para desarrollar la 

curva estándar. Usar la mezcla de aminoácidos para diluir. 

Cuadro 13. Reacción colorimétrica para la determinación de lisina. 

Concentración con Mezcla de aminoácidos en solución Suspensión de fosfato 

Tubo N° papaína μg Lys/mL (mL) amortiguadora de carbonatos 0.6 M, pH 9.0 (mL) de cobre (mL) 

1 1 0.5 0.5 

2 1 0.5 0.5 

3 1 0.5 0.5 

4 1 0.5 0.5 

5 1 0.5 0.5 

Cálculo del porcentaje de lisina 

La cantidad de lisina en cada muestra se estima utilizando la siguiente ecuación: 

Ejemplo: 

OD 390nm volumen hidrólisis 

% lisina = –––––––––––– x –––––––––––––––––– x 100 


0.25 5 mL 

% lisina (μg/μg) = –––––––––––––– x ––––––––– x 100 

0.00165 DO 100,000 μg 

μg/mL 

0.005 

Factor = ––––––––– 

pendiente 

Nótese que: 

5 mL 

––––––––– x 100 = 0.00516 

100,000 μg 

Escalamiento para digestión en tubos Eppendorf y lectura en microplaca 


Para la preparación de la muestra (muestreo, molienda y desengrasado) se utiliza el procedimiento 

descrito en los pasos 1 a 6 (con tubos falcón o Eppendorf), pero a partir de la digestión se hacen 

algunas modificaciones. 

Digestión 

5. Para cada muestra, pesar 30 mg de harina desengrasada en un tubo Eppendorf de 2 mL. 

6. Agregar 1.55 mL de la solución de papaína 4 mg/mL. 

7. Siempre incluir al menos 2 blancos, 4 testigos (de concentración conocida de lisina: 2 QPM, 

2 normal). 

8. Cerrar los tubos y asegurarse de que no haya evaporación durante la incubación. 

9. Agitar las muestras en el vórtex y colocarlas en la estufa a 64 °C por 16 horas (toda la noche). 

Agitarlas dos veces más, una hora después de colocarlas en la estufa y una hora antes de que 

termine el período de incubación (16 horas). 

10. Saque los tubos de la estufa y déjelos enfriar a temperatura ambiente. 

11. Agitar los tubos en el vórtex justo antes de centrifugarlos a 14,000 rpm durante 5 minutos. 

Asegurarse de que el sobrenadante no contenga partículas de las muestras; en caso de que las 

tenga, volver a centrifugar los tubos. 

18


12. Transferir 500 μL a un tubo Eppendorf de 1.5 mL; agregar 250 μL de la solución amortiguadora 

de carbonatos y 250 μL de la suspensión de fosfato de cobre. 

13. Agitar manualmente durante 5 minutos y centrifugar a 3,600 rpm durante 5 minutos. 

14. Transferir 125 μL del sobrenadante a un tubo nuevo. 

15. Agregar 12.5 μL del reactivo 2-cloro-3,5-dinitropiridina y agitar en el vórtex. 

16. Mantener los tubos a temperatura ambiente y protegidos de la luz durante 2 horas; agitarlos 

cada 30 minutos. 

17. Agregar 625 μL de HCl 1.2 N en cada tubo y agitar en el vórtex. 

18. Agregar 650 μL de acetato de etilo. 

19. Cierre los tubos y mezcle la solución, invirtiéndolos 10 veces. 

20. Retirar la fase superior con una pipeta Pasteur. Repita dos veces los pasos 20 a 22. 

21. Centrifugar los tubos a 3,600 rpm durante 5 minutos y eliminar el sobrenadante con 

una pipeta Pasteur. 

22. Mantener abiertos los tubos durante 10 minutos bajo la campana de extracción. 

23. En una microplaca de 96 pozos, colocar 200 μL de cada muestra por duplicado. 

24. Leer la absorbancia a 390 nm en el lector de microplacas. 


1. Preparar una solución concentrada de lisina a 1000 μg/mL en una solución amortiguadora de 

carbonatos. 

2. En tubos Eppendorf de 15 mL, preparar diluciones de 0, 50, 100, 150 y 200 μg/mL (diluir en 

solución amortiguadora de carbonatos 0.05 M con pH 9). Agitar muy bien en el vórtex antes 

de usarlas. 

Cuadro 14. Preparación de la curva estándar de lisina en tubos falcón de 15 mL. 

Solución concentrada Solución amortiguadora Papaína Concentración 

Tubo N° de lisina 1000 μg/mL (mL) de carbonatos 0.6 M, pH 9.0 (mL) 5 mg/ml (mL) μg Lys/mL 

1 0.0 2.0 8 0 

2 0.5 1.5 8 50 

3 1.0 1.0 8 100 

4 1.5 0.5 8 150 

5 2.0 0.0 8 200 

3. Para desarrollar la curva estándar (pasos 14 a 24), utilizar 500 μL de las diluciones de lisina, 

250 μL de la solución amortiguadora de carbonatos 0.05 M con pH 9.0 (que contiene la mezcla 

de aminoácidos) y 250 μL de la suspensión de cobre. 

Cálculo para determinar el porcentaje de lisina 

La cantidad de lisina en cada muestra se estima utilizando la siguiente ecuación: 

Ejemplo: 


% Lys = ––––––––––––––– x –––––––––––––––––– x 100% 


0.170 1.55 mL 

% Lys (μg/μg de muestra) = –––––––––––– x ––––––––––– x 100% 

0.00090 DO 30,000μg 

μg/mL 

19

Sin embargo, esta cantidad incluye la lisina de la muestra más la que está presente en la papaína. 

Para calcular el contenido de lisina en el material biológico (polvo de grano desengrasado), reste 

el valor de la papaína. 

Por tanto, el porcentaje de lisina debe calcularse a partir del valor corregido de absorción. 

% Lis = DO 390nm corregida x factor 

Donde: 

DO 390nm corregida = DO 390nm muestra – DO 390nm promedio de los blancos de papaína. 

Nótese que: 

1.55 mL 

––––––––– x 100 = 0.00516 

30,000 μg 

20

Estimación del contenido de fenoles libres y totales en maíz 

utilizando el reactivo Folin-Ciocalteu 

La prueba Folin-Ciocalteu (F-C) se basa en la transferencia de electrones en un medio alcalino, desde 

los compuestos fenólicos hacia los complejos del ácido fosfomolíbdico/fosfotungsténico, los cuales se 

determinan espectroscópicamente a 765 nm. Esta prueba se realiza en tubos de microcentrífuga y las 

mediciones se hacen con lectores de placas de 96 pozos. 

Cuadro 15. Reactivos que se utilizan en la determinación de fenoles. 


Metanol al 50% Metanol (Sigma-Aldrich • Mezclar 500 mL de agua desionizada • Preparar cada semana; almacenar 

Cat. M1775-1GA CAS 67-56-1) y 500 mL de metanol. a 4 °C para evitar que se evapore. 

Ácido clorhídrico Ácido clorhídrico (Merck • Agregar 10 mL de HCl en un matraz • Preparar cada semana; almacenar a 4 °C 

1,2 M en metanol Cat, 1.00317.2500) volumétrico de 100 mL y aforar hasta para evitar que se evapore. 

absoluto 

la marca con metanol absoluto. 

Reactivo Folin- Reactivo fenólico Folin - • Utilizar un matraz volumétrico de color • Prepararlo el día que vaya a usarse. 

Ciocalteu 25% Ciocalteu (Sigma Aldrich ámbar con tapón. • Asegurarse de que el matraz (o botella) esté 

Cat. F9252-100) • Mezclar 2.5 mL de F-C 2N y 7.5 mL de perfectamente cerrado. 

agua desionizada; agitar en el vórtex. • Agitarlo muy bien en el vórtex antes de usarlo. 

Carbonato de sodio Carbonato de sodio • Disolver 4.25 g de Na 2 CO 3 (99.9 %) • Asegúrese de que está completamente 

(Na 2 CO 3 ) 400 mM (JT Baker Cat. 3602) en 100 mL de agua desionizada. disuelto. 

• Preparar cada semana y almacenar a 

temperatura ambiente. 

Solución Ácido gálico (Sigma-Aldrich • Disolver 20 mg de ácido gálico en • Protéjala de la luz, cubriéndola con 

concentrada de Cat. G7384-100G) 200 mL de metanol al 50%. papel aluminio o depositándola en un 

ácido gálico 

frasco de color ámbar. 

(100 μg/mL) • Preparar cada semana y almacenar a 4 °C. 

• Agitarla muy bien en el vórtex antes de 

preparar las diluciones para la curva estándar. 





3. Moler finamente cada muestra; el tamaño de partícula deberá ser igual o menor a 0.5 mm. No 

guarde la harina de las muestras por más de una semana. 

Secado 

4. Secar la muestra a 64-65 °C durante 16 horas. 

Extracción de fenoles libres o solubles 

5. Pesar 20 mg de harina de la muestra en un tubo Eppendorf. 

6. Agregar 1.3 mL de metanol al 50%. 

7. Cerrar los tubos y asegurarse de que no haya evaporación durante la extracción. 

8. Agitar las muestras en el vórtex y luego colocarlas en un termomezclador para microtubos 

a 65 °C, a 900 rpm, durante 30 minutos. 

9. Sacar los tubos del termomezclador y dejarlos enfriar a temperatura ambiente. 

10. Centrifugar los tubos durante 5 minutos a 14,000 rpm. Asegurarse de que el sobrenadante no 

contenga partículas de las muestras; en caso de que las tenga, volver a centrifugar los tubos. 

11. Producir la reacción colorimétrica. 

21

Extracción de fenoles totales 

12. Para cada muestra, pesar 20 mg en un tubo Eppendorf. 

13. Agregar 1.3 mL de ácido clorhídrico 1.2 M en metanol. 

14. Cerrar los tubos y asegurarse de que no haya evaporación durante la extracción. 

15. Agitar las muestras en el vórtex y colocarlas en un termomezclador para microtubos a 42 °C y 

1,100 rpm durante 30 minutos. 

16. Saque los tubos del termomezclador; déjelos enfriar a temperatura ambiente y protéjalos de la luz. 

17. Agitar y centrifugar los tubos durante 5 minutos a 14,000 rpm. Asegurarse de que el sobrenadante 

no contenga partículas de las muestras; en caso de que las tenga, volver a centrifugar los tubos. 

18. Tomar 500 μL del sobrenadante y transferirlo a otro tubo Eppendorf. 

19. Evaporar a sequedad y resuspender el precipitado resultante en 1.3 mL de metanol al 50%. 

20. Agitar en el vórtex y producir la reacción colorimétrica. 


21. Tomar 50 μL del sobrenadante y, con mucho cuidado, transferirlo a los pozos de la microplaca. 

22. Agregar 40 μL del reactivo Folin-Ciocalteu al 25%. Agregue el reactivo antes que el álcali para 

evitar la oxidación de fenoles causada por el aire. 

23. Dejar que se produzca la reacción durante 6 minutos. 

24. Agregar lentamente 110 μL del Na 2 CO 3 400 mM. 

25. Cubrir la microplaca con cinta adhesiva de aluminio para evitar salpicaduras de la muestra. 

26. En el vórtex, agitar la microplaca a 800 rpm durante 10 segundos. 

27. Incube la microplaca a 42 °C durante 9 minutos para que se desarrolle el color. 

28. Retire la microplaca de la incubadora y déjela enfriar a temperatura ambiente (aproximadamente 

30 minutos); protéjala de la luz directa. 



1. Preparar una solución concentrada de 100 μg/mL de ácido gálico en metanol al 50% (preparar 

cada semana y almacenar a 4 °C). 

2. En tubos falcón de 15 mL, preparar diariamente diluciones a 0, 10, 15, 20, 25 y 30 μg/mL (en 

metanol al 50 %). Agitar muy bien en el vórtex antes de usarlas. 

3. Producir la reacción colorimétrica (pasos 21 a 29) utilizando 1 mL de estas diluciones. 

Cuadro 16. Preparación de la curva estándar de fenoles. 

Solución concentrada de Volumen Concentración μg ácido 

Tubo N° ácido gálico 100 μg/mL (mL) Metanol 50 % (mL) total (mL) gálico/mL 

1 0.0 10.0 10.0 0.0 

2 1.0 9.0 10.0 10.0 

3 1.5 8.5 10.0 15.0 

4 2.0 8.0 10.0 20.0 

5 2.5 7.5 10.0 25.0 

6 3.0 7.0 10.0 30.0 

Cálculos: 

Desarrollar una curva de calibración utilizando cantidades conocidas de ácido gálico, desde 

0 hasta 30 mg/mL. Graficar las lecturas de la absorbancia a 765 nm como una función de la 

concentración y calcular la pendiente de la curva estándar. Nótese que con la pendiente se usa la 

unidad DO * mL/μg. 

22

Cálculo del porcentaje de ácido gálico para fenoles libres 

La cantidad de ácido gálico para cada muestra se calcula mediante la ecuación siguiente: 


% ácido gálico = ––––––––––––––– x –––––––––––––––––– x 100% 


Ejemplo: 

Sin embargo, esta cantidad incluye la absorbancia presente en la placa y en el metanol. Para calcular 

el contenido de ácido gálico en el material biológico (harina), reste el valor de la absorbancia de la 

placa y del metanol. 

Donde: 

% ácido gálico = DO 765nm corregido x factor 

0.345 1.3 mL 

% (ácido gálico (μg/μg) = –––––––––––– x ––––––––––– x 100% 

0.0155 DO 20,000 μg 

μg/mL 

DO = 765 nm corregido =DO 765nm muestra – DO 765nm promedio de los blancos de metanol 

0.0065 

Factor = ––––––––––– 

pendiente 

Nótese que: 

1.3 

––––––– x 100 = 0.0065 

20,000 

Cálculo del porcentaje de ácido gálico para fenoles totales 

volumen de la hidrólisis 

DO 765nm volumen evaporado 

% ácido gálico = –––––––––––– x –––––––––––––––––––––– x 100 x FD 

pendiente peso de la muestra 

Ejemplo: 

1.3 mL 

0.225 0.5 mL 

% ácido gálico (μg/μg) = –––––––––––– x ––––––––––– x 100 x 2.6 

0.0155 DO 20,000 μg 

μg/mL 

Sin embargo, esta cantidad incluye la absorbancia de la placa y del metanol. Para calcular el 

contenido de ácido gálico del material biológico (polvo de grano), reste el valor de la absorbancia de 

la placa y del metanol. 

Donde: 

% ácido gálico = DO 765 nm corregido x factor 

DO = 765 nm corregido =DO 765nm muestra – DO 765nm promedio de los blancos de metanol 

0.0338 

Factor = –––––––––– 

pendiente 

Nótese que: 

1.3 mL 

–––––– 

0.5 

–––––– x 100 x 2.6 = 0.0338 

20,000 

23

Cuadro 17. Soluciones a problemas comunes en la determinación de fenoles. 

Problema 

No hay desarrollo de color en la reacción 

Cambios en los valores de la curva del factor/mediciones 

DO de la curva estándar de ácido gálico 

El valor DO del metanol 50% o del blanco es 

demasiado alto 

Valores bajos para las muestras de control 

Las mediciones de la DO entre repeticiones varían 

demasiado 

Solución 

Probar con otro lote de reactivos colorimétricos. 

1. Verificar la calidad de la curva estándar del ácido gálico. 

2. Asegurarse de que el carbonato de sodio es 400 mM. 

3. Verificar la calidad de todos los reactivos. Preparar nuevos. 

4 . Asegurarse de que todas las cantidades de reactivos han sido medidas con precisión. 

Verificar que la concentración de carbonato de sodio sea la correcta. 

1. Asegurarse de que la extracción de las muestras sea correcta: 

a) Asegurarse de que no haya partículas en la pared del tubo después de la 

extracción de las muestras. Si esto ocurre, agitar la muestra y centrifugar una vez 

más durante 5 min. 

b) Verificar que la extracción se efectuó a 65 °C y 900 rpm para fenoles libres y/o a 

42 °C y 1100 rpm para fenoles totales. 

2. Verificar la calidad y cantidad de los reactivos que se utilizan. 

3. Verificar la calidad de la curva estándar de ácido gálico. 

4. Verificar que la solución concentrada de ácido gálico esté bien disuelta antes de 

hacer las diluciones. 

5. Preparar una nueva solución concentrada de ácido gálico. 

1. Verificar la precisión con que se pesaron las muestras. 

2. Asegurarse de que las muestras estén a temperatura ambiente antes de 

hacer la lectura. 

24

Determinación de azúcares solubles con antrona 

El espectrofotómetro de Reflectancia en el Infrarrojo Cercano (NIRS) cuenta con una curva de 

calibración para la determinación de azúcares en tejido molido de trigo. Como referencia se utiliza el 

método de la antrona, que se describe a continuación: 

El método de la antrona se basa en la reacción que produce este compuesto (9,10-dihidro- 

9-oxoantraceno) cuando se combina con la conformación furfural de los carbohidratos (los 

carbohidratos se someten a un tratamiento con ácido sulfúrico concentrado) para colorear un 

hemiacetal, que se determina espectroscópicamente a 630 nm. 

Cuadro 18. Reactivos que se utilizan en la determinación de azúcares solubles. 


Agua desionizada 

Ácido sulfúrico Ácido sulfúrico (Merck • Uitlizar respirador. 

Cat. 1.00732.2500) 

Reactivo antrona Antrona (Merck • Pesar 100 mg del reactivo antrona • Una hora antes de que vaya a usarse 

Cat. 1.01468.0010) y disolverlo en 50 mL de ácido • Preparar diariamente. 

sulfúrico concentrado grado analítico. • Protegerlo de la luz; mantenerlo en hielo 

o en refrigeración. 

• Solución concentrada de Sacarosa (Mallincrodt • Poner a secar la sacarosa durante • Preparar cada semana y almacenar a 4 °C. 

sacarosa (100 μg/mL) Cat. N23H14) 1 hora a 105 °C. • Agitarla muy bien en el vórtex antes de 

• Solución concentrada de • Disolver 25 mg de sacarosa en 250 mL preparar las diluciones para la 

sacarosa (30 μg/mL) de agua desionizada. curva estándar. 

• En un matraz aforado de 100 mL, 

diluir 30 mL de la solución concentrada 

de 100 μg/mL con agua desionizada. 



1. Tomar al azar una muestra representativa del material. 



Secado 

4. Secar las muestras durante 4 horas a 60 °C. 

Extracción 

(Estas cantidades son para llevar a cabo la reacción en tubos de 15 mL). 

5. Por cada muestra, pesar por duplicado, en tubos falcón de 15 mL, 20 mg de la muestra 

deshidratada. 

6. Añadir 4 mL de agua desionizada a los tubos, cerrarlos de inmediato y agitarlos en el vórtex. 

7. Colocar la gradilla con los tubos de las muestras en baño María a 70 °C durante 45 min. 

8. En el vórtex, agitar muy bien los tubos cada 15 minutos. 

9. Después de la incubación, colocar los tubos en hielo. 

10. Centrifugar durante 10 minutos a 3,000 rpm. 

11. Usar el sobrenadante para hacer las diluciones necesarias, dependiendo del material que se vaya 

a analizar: 

• Para trigo, en una relación 1:200, por ejemplo, se recomienda preparar primero una dilución 

1:20 y luego, a partir de ésta, preparar otra dilución 1:10. Con esto se evita la preparación 

de volúmenes pequeños y se reduce la probabilidad de error. Ejemplo: En una relación 1:20 

se toman 250 μL del sobrenadante en 4.75 mL de agua desionizada y después se realiza la 

dilución 1:10. En este caso se toman 500 μL del sobrenadante en 4.5 mL de agua desionizada. 

25


12. Tomar 2.5 mL de la dilución y transferirla con cuidado a otro tubo falcón, que deberá ponerse 

en agua fría desde antes. 

13. Agregar poco a poco 5 mL de la solución de antrona a cada tubo. Mantener en movimiento el 

tubo sumergido en agua con hielo. 

14. Agitar muy bien cada uno de los tubos en el vórtex. 

15. Cerrar los tubos y colocarlos en baño María a ebullición durante 7.5 minutos. 

16. Sacar los tubos del baño María y dejarlos enfriar a temperatura ambiente. 


Escalamiento de la reacción colorimétrica y recomendaciones especiales para el uso de 

microplacas 

Para el escalamiento en microplacas se preparan las siguientes diluciones: 

• Trigo: 1:50 (100 μL del sobrenadante en 4.9 mL de agua desionizada). 

Cuadro 19. Escalamiento de la reacción colorimétrica en la determinación de azúcares solubles. 

Reactivo Paso Tubos de 15 mL Microplaca 

Hidrolizado Reacción colorimétrica 2.5 mL 50 μL 

Reactivo colorimétrico Reacción colorimétrica 5.0 mL 100 μL 

a) Cada muestra deberá analizarse por triplicado en la microplaca (tres pozos). 

Mantener las microplacas de 96 pozos sobre hielo durante 10 minutos. 

b) Agregar la solución de antrona con una pipeta digital multicanal. Agregarla con mucho cuidado 

para que se transfieran los 100 μL de reactivo a cada pozo. 

c) Cubrir la placa con cinta adhesiva de aluminio y agitarla con mucho cuidado en el vórtex hasta 

que la solución en cada pozo sea homogénea. 

d) Para muestras de trigo, incubar las placas a 100 °C durante 10 min. 

e) Enfriar las placas en el congelador durante 10 minutos antes de hacer la lectura a 630 nm en un 

lector de microplacas. 


1. Con agua desionizada, preparar una solución concentrada de 100 μg/mL de sacarosa; secar antes 

la sacarosa. 

2. En tubos falcón de 15 mL, preparar diariamente diluciones de 0, 10, 15, 20, 25 y 30 μg/mL (en 

agua desionizada). Agitar muy bien en el vórtex antes de usarlas. 

3. Producir la reacción colorimétrica (pasos 12 a 17) utilizando 2.5 mL de las diluciones. 

4. Incluir siempre una curva estándar por duplicado por cada grupo de muestras que se analicen 

en el día. 

Cuadro 20. Preparación de la curva estándar de azúcares solubles en tubos. 

Solución concentrada Agua Volumen Concentración en 

Tubo N° de sacarosa 100 μg/mL (mL) desionizada (mL) total (mL) μg de sacarosa/mL 

1 0.0 10.0 10.0 0.0 

2 1.0 9.0 10.0 10.0 

3 1.5 8.5 10.0 15.0 

4 2.0 8.0 10.0 20.0 

5 2.5 7.5 10.0 25.0 

6 3.0 7.0 10.0 30.0 

26

Curva estándar para microplaca 

5. Preparar una solución concentrada de 100 μg/mL y 30 μg/mL de sacarosa puesta a secar 

previamente. 

6. En tubos falcón de 15 mL, preparar diariamente diluciones de 0, 6, 12, 18, 24, 30, 40 y 60 μg/mL. 

Agitar muy bien en el vórtex antes de usarlas. 

7. Producir la reacción colorimétrica (pasos 12 a 17) utilizando 50 μL de las diluciones. 

8. Incluir siempre una curva estándar por duplicado para cada grupo de muestras analizadas en el día. 

Cuadro 21. Preparación de la curva estándar de azúcares solubles en microplaca. 

Solución concentrada Agua Volumen Concentración en 

Tubo N° de sacarosa 30 μg/mL (mL) desionizada (mL) total (mL) μg de sacarosa/mL 

1 0.0 2.5 2.5 0 

2 0.5 2.0 2.5 6 

3 1.0 1.5 2.5 12 

4 1.5 1.0 2.5 18 

5 2.0 0.5 2.5 24 

6 2.5 0.0 2.5 30 

Solución concentrada 

de sacarosa 100 μg/mL (mL) 

7 1.0 1.5 2.5 40 

8 1.5 1.0 2.5 60 

Cálculos: 

Curva de calibración 

Desarrollar una curva de calibración utilizando cantidades conocidas de sacarosa, desde 0 a 

30 μg/mL (0 a 60 μg/mL en microplaca). Graficar las lecturas de absorbancia a 630 nm como 

función de la cantidad de sacarosa en μg/mL y calcular la pendiente de la curva estándar. 

Nótese que con la pendiente se usa la unidad DO/ μg. 

Cálculo del porcentaje de sacarosa 

La cantidad de sacarosa en cada muestra se estima utilizando la siguiente ecuación: 

DO 630nm dilución 

% sacarosa = –––––––––––– x ––––––––––––––––– x 100 


Ejemplo: Muestra de maíz en microplaca. 

0.127 4 

% sacarosa (μg/μg) = –––––––––––– x ––––––––––– x 100 

0.110 DO 20,000 μg 

μg 

Para calcular el contenido de sacarosa en el material biológico, reste el valor de la absorbancia 

de la antrona. 

Donde: 

% sacarosa = DO 630nm corregida x factor x dilución 

DO = 630nm corregida =DO 630nm muestra – DO 630nm promedio de blanco de antrona 

0.4 

Factor = –––––––––– 

pendiente 

27

Cuadro 22. Solución a problemas comunes en la determinación de azúcares solubles. 

Problema 

No hay desarrollo de color en la reacción. 

Cambios en los valores de la curva del 

factor/mediciones de la DO de la curva de sacarosa. 

La DO del blanco de antrona es muy alta 

(el valor debe ser de entre 0.045-0.06). 

Valores bajos para las muestras testigo. 

Las mediciones de la DO entre repeticiones 

varían demasiado. 

Solución 

1. Probar otro lote de reactivos colorimétricos. 

2. Verificar la calidad de la curva de sacarosa. 

3. Verificar la calidad del ácido sulfúrico. 

4. Verificar la calidad de todos los reactivos. 

Preparar nuevos. 

5. Asegurarse de que todas las cantidades de reactivos han 

sido medidas con precisión. 

6. Asegurarse de que al preparar el reactivo de antrona se utilizó ácido 

sulfúrico no oxidado. 

7. Preparar otro reactivo colorimétrico. 

8. Preparar el reactivo de antrona con otro lote de ácido sulfúrico. 

9. Verificar que la extracción de las muestras sea correcta: 

a) Asegurarse de que no haya partículas en las paredes del 

tubo después de la extracción. 

Si esto ocurre, agitar la muestra en el vórtex y centrifugar 

una vez más durante10 minutos. 

b) Verificar que la extracción se haya efectuado a 60-70 ºC. 

c) Verificar la calidad y cantidad de los reactivos utilizados. 

10. Verificar la calidad de la curva de sacarosa: 

a) Asegurarse de que la solución concentrada de sacarosa esté 

bien disuelta antes de hacer las diluciones. 

11. Verificar la calidad y precisión de las diluciones. 

12. Asegurarse de que todas las cantidades de reactivos han sido medidas 

con precisión. 

13. Verificar que las muestras hayan sido enfriadas antes de hacer las lecturas. 

14. Verificar que el pipeteo se haga correctamente. 

28

Determinación de carotenoides en maíz por 

cromatografía de líquidos 

El siguiente método hace referencia a Kurilich et al., 1999 y a Howe et al., 2006. 

Preparación de la muestra: 




3. Si las semillas han sido tratadas, lavar intensamente con abundante agua corriente y después 

enjuagar con agua destilada. Dejar secar las semillas. 

4. Moler la muestra para obtener un tamaño de partícula de 5 micras. Colocar la harina en 

sobres amarillos de papel. 

5. Sellarlos con cinta adhesiva y refrigerar a -20 °C. 

Extracción 

Las siguientes actividades deben realizarse en un medio con luz amarilla, nunca con luz directa. 

El extracto de las muestras debe ser analizado inmediatamente después de la extracción. 

6. En tubos de vidrio de 15 mL, pesar 600 mg de la muestra. 

7. Agregar 6 mL de butilhidroxitolueno (BHT) al 0.1%. Agitar vigorosamente en el vórtex. 

8. Incubar a 85 °C durante 5 minutos en baño maría. 

9. Añadir 500 μL de KOH al 80%. 

10. Agitar vigorosamente en el vórtex. 

11. Incubar durante 10 minutos a 85 °C (agitar transcurridos los primeros 5 minutos). (V. Nota 1). 

12. Colocar los tubos en hielo. 

13. Agregar a cada tubo 3 mL de agua desionizada fría y agitar vigorosamente en el vórtex. 

14. Agregar 200 μl de solución de apocaroteno y agitar vigorosamente en el vórtex. 

15. Agregar 3 mL de hexano, en la campana de extracción, y agitar vigorosamente en el vórtex. 

16. Centrifugar las muestras a 3000 rpm durante 2 minutos. 

17. Transferir la fase superior a tubos nuevos. Mantener los tubos en hielo. Taparlos 

inmediatamente. 

18. Extraer 2 veces más con hexano (repetir los pasos 16 a 19). 

19. Agregar 3 mL de agua desionizada a las 3 fracciones de hexano combinadas. 

20. Evaporar a sequedad el hexano colocando los tubos bajo nitrógeno gaseoso o con un sistema 

Speed Vac. 

21. Cubrir inmediatamente los tubos. 

22. Al extracto seco agregar 500 μl de una mezcla de metanol (1,2-Dicloroetano (50:50)), filtrar 

las muestras con acrónico de 0.22 μm, recoger el filtrado en viales debidamente etiquetados e 

inyectarlas en cualquiera de los sistemas cromatográficos que se vayan a utilizar. 

Si no es posible inyectarlas de inmediato, conserve las muestras, sin resuspenderlas, y 

almacénelas a -20 °C por no más de 24 horas. 

Nota 1: Empiece a contar el tiempo después de haber introducido todas las muestras en 

el baño maría. 

29

Preparación de la solución del estándar interno (apocaroteno) 

Para la preparación del estándar interno, hacer lo siguiente: 

1. Preparar una solución de butilhidroxitolueno (BHT) al 0.005% en metanol. 

2. Pesar 1 mg de apocaroteno y colocarlo en un tubo de vidrio de 15 mL. 

3. Adicionar al apocaroteno 10 mL de la solución preparada en el paso 1. 

4. Agitar vigorosamente en el vórtex. 

5. Tomar 1 mL de la solución y diluirla en 15 mL con BHT al 0.005% en metanol. 

6. Tomar la lectura en el espectro a una longitud de onda de 450 nm, en una celda estándar de 

cuarzo de 1 cm. 

7. La respuesta del apocaroteno que se espera obtener corresponde a un valor igual o mayor que 

0.80 de absorbancia. 

Purificación de los estándares 

Luteína, zeaxantina, β-criptoxantina, β-caroteno, cada uno resuspendido en 5mL de isopropanol. 

Se realiza una purificación de los estándares: 

1. Se toman aproximadamente 500 μl de la solución estándar y se vacía en un tubo limpio. 

2. Agregar 1 mL de agua, 3 mL de metanol y 3 mL de hexano y luego agitar en el vórtex. 

3. Dejar reposar la mezcla unos minutos para que se formen dos capas y a continuación tome la 

parte superior y colóquela en un tubo limpio. 

4. Dependiendo de la intensidad del color de la solución del estándar, realizar las extracciones que 

sean necesarias. 

5. Para las siguientes extracciones siga los pasos 2 y 3, pero solo agregue 3 mL de hexano y luego 

agítelo en el vórtex. 

6. Una vez que concluye el paso anterior, evapore la solución en el Speed Vac aproximadamente 

40 min, o el tiempo que sea necesario. 

7. Resuspender con 500 μl de una mezcla de metanol: 1,2-dicloroetano (50:50). 

8. Inyectar en el UPLC: para luteína y zeaxantina deberá aplicarse el método de análisis de 

muestras (se usa el gradiente); para β-criptoxantina y β-caroteno utilizar una mezcla de 

metanol/MTBE (57:43). En ambos casos deberá equilibrarse el sistema cromatográfico con la fase 

móvil de trabajo. Ver Notas 1 y 2. 

9. Realizar una inyección para determinar el tiempo de retención y la altura que representa el pico 

del estándar. 

10. Después de identificar el pico, realizar varias inyecciones con un volumen de inyección de 

20 μl; con ayuda de la línea de salida del detector recolectar en viales el solvente, en el tiempo de 

retención que mostró el estándar. La purificación de los estándares se realiza para cada uno de 

los estándares, se sugiere realizar un solo estándar a la vez. 

Una vez concluida la purificación, verificar en el espectrofotómetro cuál es la absorbancia 

presente y registrar el valor. 

Nota 1: Para inyectar la curva en el sistema HPLC se utiliza el método de análisis de muestras 

(se usa el gradiente); realizar inyecciones de 10, 25, 50, 75, 90 μl por duplicado. 

Nota 2: Para inyectar la curva en el sistema UPLC se utiliza el método de análisis de muestras 

(se usa el gradiente); realizar inyecciones de 0.5, 1, 2, 3, 4, 5, 6, 8, 9 μl por duplicado. 

1. Determinar espectroscópicamente la concentración de los estándares basados en su 

coeficiente de extinción (E1%) y la máxima longitud de onda (450 nm) del carotenoide. 

En una celda estándar de cuarzo de 1 cm, los E1% son: 

β-caroteno: 2592 

β-criptoxantina 2386 

Zeaxantina: 2348 

Luteína: 2550 

Concentración del estándar (ng/μl) = absorbancia x 10 000 + E1% 

30

2. Generar una curva estándar que incluya el área del pico del carotenoide del maíz. Usar una 

regresión lineal para obtener una ecuación que convierta el área del pico en una cantidad de 

carotenoides. 

Ejemplo de cómo hacer los cálculos para la curva en los sistemas cromatográficos Alliance 2695 

y UPLC: 

Obtener el valor g/100 mL de acuerdo con la siguiente fórmula: 

ABS STD 

––––––––– = g/100 mL 

E1% 

Transformar el valor obtenido en ng/L con la siguiente fórmula: 

(g/100 mL) (10 10 ) = ng/L 

Sustituyendo valores: 

1.148 

–––––––– = 0.00048113998 g/100 mL 

2.386 

(0.00048113998) (10 10 ) = 4811399.8 ng/L 

Después de calcular el valor en ng/L de cada uno de los volúmenes y para cada uno de los 

estándares inyectados se pueden graficar los ng/L obtenidos vs el área; mediante una regresión lineal 

se obtiene una curva estándar que sirve para calcular la cantidad de carotenos que están presentes en 

la muestra. 

Ejemplo: 

(Volumen inyectado) (ng/L) (10 -6 ) = ng 

(10 μL) (4811399.8 ng/L) (10 -6 ) = 48.11 ng 

Volumen de la inyección (μL) Área (ng) 

10 764163 48.11 

25 1869738 120.28 

50 3749935 240.57 

75 5570713 360.85 

Regresión lineal obtenida: 

y = 0.000065x - 1.641820 

R2 = 0.999955 

Cálculos para los sistemas cromatográficos: 

Ejemplo 1. Con los sistemas cromatográficos Alliance 2695 y UPLC usado como HPLC; la 

sustitución de valores para una muestra se hará de acuerdo con la siguiente tabla: 

Peso muestra Eficiencia Área pico interés 

Muestra en (g) extracción (EE) Apocaroteno en la muestra ng/g corr ng/g corr μg/g 

1 0.600 Área apocaroteno sin Área apocaroteno Área pico interés Área pico interés en la Valor de Valor corr 

realizar extracción/área en la muestra en la muestra muestra x regresión ng/g / EE ng/g /1000 

apocaroteno en la 

lineal x 10/peso muestra 

muestra 

31




1 0.600 1.18375866 973063.6 525460.7 541.88547 457.76684 0.4577668 

Ejemplo 2. Con el sistema UPLC, utilizar los valores de la regresión lineal de la curva generada para 

el UPLC: sustituyendo los valores en una muestra de acuerdo con la siguiente tabla: 



1 0.600 Área apocaroteno sin Área apocaroteno Área pico Área pico interés Valor de Valor corr 

realizar extracción/ en la muestra interés en en la muestra x ng/g / EE ng/g /1000 

área apocaroteno en la muestra regresión lineal x 

la muestra 

250/peso muestra 




1 0.6005 1.0007034 102429 19405 143.88464 143.7835 0.1437835 

Condiciones cromatográficas para HPLC: 

El Sistema Alliance 2695 consta de tres módulos: Alliance 2695, Detector de diodos (PDA) y horno 

para columnas. 

Estación de trabajo Empower 

Sistema de bombeo 

Flujo: 0.9 mL/min. 

Tiempo de corrida: 40 minutos. 

Sistema de bombeo: Gradiente 

Fase Móvil A: Acetato de amonio 10 mM en una mezcla de metanol/Agua (95:5). Filtrar con 

membrana de 0.45 μm y desgasificar. 

Fase móvil B: Metilterbutil éter (MTBE). Filtrar con membrana de 0.45 μm y desgasificar. 

Time Flow %A %B Curve 

0 0.9 85 15 - 

25 0.9 63 37 6 

35 0.9 37 63 6 

36 0.9 37 63 6 

37 0.9 85 15 6 

40 0.9 85 15 6 

Sistema de inyección 

Volumen de inyección, 50 μL 

Temperatura de columna: sin temperatura 

Temperatura de muestras: 10 °C 

Solución de lavado: Metanol: agua (50:50) 

Sistema de detección 

Longitud de onda: escaneo de 210-500 nm 

Proporción de muestra: 5 

Tiempo de filtrado: normal 

32

Sistema de separación 

Columna: YMC Carotenoid 3 μm, 4.6 x 250 mm column, No Parte: CT99S032546WT 

Pre-columna: YMC Carotenoid 5 μm, 4.0 x 2.0 Guard Cartridge, No. Parte: CT99S050204WDA 

Cuadro 23. Preparación de fases móviles para el sistema UPLC. 

Reactivo/Mezcla Reactivos específicos Preparación Recomendaciones especiales 

Fase móvil A: Acetato de • 2-Propanol (J.T. Baker, 1. Pesar 0.3854 g de acetato • Preparar el día de la extracción. 

amonio 10 mM en una Cat. 9084-03, CAS 67-63-0) de amonio y vaciar en un • Filtrar por membrana de 0.2 μm y 

mezcla de agua/isopropanol • Acetato de Amonio frasco de vidrio de 500 mL. degasificar en ultrasonicador 

(90:10). (Merck, Cat. 1.01116.1000, 2. Con una probeta, medir 450 mL de 5 a 10 min. 

CAS 631-61-8) 

de agua y transferirlos al frasco 

• Acetato de Amonio 

que contiene el acetato 

• El agua que se utiliza en este de Amonio. 

procedimiento se obtiene por 3. Agitar el frasco hasta que el 

sistema Direct-Q3UV millipore. 

Ambos grado HPLC. 

acetato de amonio esté 

completamente disuelto. 

4. Adicionar 50 mL de metanol. 

5. Agitar el frasco para que 

se mezclen. 

Fase móvil B: ACN/ • 2-Propanol (J.T. Baker, 1. Con una probeta, medir 50 mL • Preparar el día de la extracción. 

isopropanol (90:10). Cat. 9084-03, CAS 67-63-0) de isopropanol y transferirlos • Filtrar por membrana de 0.22 μm 

Acetonitrilo (EMD Omnisolv a un frasco de 500 mL. y degasificar en ultrasonicador 

Cat. AX0142-1 CAS 75-05-8) 2. Adicionar 450 mL de acetonitrilo. de 5 a 10 min. 

3. Agitar el frasco para que 

se mezclen. 

Condiciones cromatográficas para UPLC 

El Sistema Acquity UPLC consta de varios módulos: Binary Solvent Manager, Sample Manager, 

horno para columnas de 30 cm y Detector de diodos (PDA). 

Estación de trabajo Empower 

Sistema de bombeo 

Flujo: 0.3 mL/min. 

Tiempo de corrida: 10 minutos. 

Sistema de Bombeo: Gradiente 

Fase móvil A: : Acetato de amonio 10 mM en una mezcla de agua/isopropanol (90:10). 

Fase móvil B: Acetonitrilo/isopropanol (90:10). 

Time Flow %A %B Curve 

0.0 0.3 30.0 70.0 - 

2.0 0.3 30.0 70.0 6 

2.5 0.3 13.0 87.0 6 

6.0 0.3 13.0 87.0 6 

6.5 0.3 3.5 96.5 6 

9.5 0.3 3.5 96.5 6 

10.0 0.3 30.0 70.0 6 

Sistema de inyección 

Volumen de inyección: 2 μL. 

Modo de inyección: Partial Loop with Needle Overfill. 

Temperatura de columna: 35 °C 

Temperatura de muestras: 10 °C 

Solución de lavado débil: Agua: metanol 90:10 (900 μL) 

Solución de lavado fuerte: Metanol: agua 90:10 (600 μL) 

33

Sistema de detección 

Longitud de onda: escaneo 300-498 nm 

Proporción de muestra: 20 

Tiempo de filtrado: Normal 

Sistema de separación 

Columna: Acquity UPLC BEH C8, 1.7 μm 2.1 x 100 mm (No. Parte: 186002878) 

Pre-columna: ACQUITY UPLC Col. In-Line Filter (No. Parte: Kit 205000343) 

Cuadro 24. Soluciones a problemas comunes en la determinación de carotenoides. 

Problema 

Se observa variación en la coloración después 

de agregar KOH. 

Variación en los volúmenes de las soluciones 

durante la extracción. 

Evaporación incompleta o nula. 

Presencia de película blanca semitransparente. 

Presencia de líquido en los tubos después 

de la evaporación. 

Presencia de polvo amarillo en la tapa y el 

empaque de la cámara de evaporación. 

Presencia de burbujas en el cromatógrafo. 

Turbidez al resuspender la solución evaporada. 

Ruido en los cromatogramas o no hay picos. 

Presión alta constantemente y aumento gradual 

de presión en la HPLC, o ambos. 

Burbujas en el cromatógrafo. 

Solución 

• Verificar que se está agregando el volumen correcto. 

• Calibrar la pipeta. 

• Verificar que los tapones y empaques de los tubos estén bien colocados para evitar 

pérdidas por evaporación. 

• Programar períodos cortos (de pocos minutos) hasta completar todo el proceso. 

• Evitar evaporación con el uso de muestras muy frías (recién sacadas del refrigerador). 

• Verificar que el empaque de la tapa de la cámara de evaporación está colocado 

correctamente. 

• La película se genera cuando se agrega agua a las fracciones de hexano. 

• Evitar que la película pase a la solución que se va a evaporar, porque ensucia la columna 

y esto a la vez ocasiona que la presión del sistema aumente. 

• Asegurarse de que al concluir la centrifugación no se haya 

formado película. 

Si esto ocurre, centrifugar una vez más. 

• Asegurarse de que no se transfirió agua junto con el hexano. 

• Revisar que el empaque esté colocado correctamente y que la bomba se encuentre 

funcionando adecuadamente. 

• Verificar que los solventes se degasifican correctamente. 

• Purgar el UPLC. 

• Verificar que los filtros de las líneas de solvente se encuentren completamente 

sumergidos y no haya presencia de burbujas en dicha línea; de ser así, volver a 

purgar el UPLC. 

• Evitar que pase agua al transferir el hexano. 

• Asegurarse de que no pasen partículas de harina durante la extracción. 

• Asegurarse de que la película blanca que se forma cuando se agrega agua 

al hexano no pase a la solución. 

• Verificar que el vial tenga suficiente volumen de la muestra. 

• Verificar que no se haya evaporado la muestra dentro del vial. 

• Verificar que durante las inyecciones no hayan variado las condiciones ambientales del 

área de trabajo. 

• Lavar la columna con agua y solvente orgánico sin sales al finalizar los analisis. 

• Si aun después de lavar la columna la presión no disminuye, cambiar la pre-columna, 

el filtro de solvente y el filtro en línea. 

• Verificar que los solventes se hayan degasificado y filtrado correctamente. 

• Purgar las líneas del HPLC. 

• Verificar que los filtros de las líneas de solvente estén completamente 

sumergidos y que no haya burbujas en las líneas. Si esto ocurre, purgar las líneas 

del HPLC nuevamente. 

34

Determinación de aluminio, hierro y zinc en grano, tejido vegetal 

de maíz y de trigo mediante la digestión con ácidos nítrico y 

perclórico y su análisis a través del ICP-OES 

Con este procedimiento se lleva a cabo la determinación de Al, Fe y Zn en grano y tejido vegetal de maíz y de 

trigo por medio de digestión con una mezcla de ácidos nítrico y perclórico, así como análisis posterior con 

ICP-OES (plasma acoplado inductivamente a un espectroscopio de emisión óptica). 

Cuadro 25. Reactivos que se utilizan en la determinación de Al, Fe y Zn. 


Detergente neutro al 2% Marca Citranox, Valconox, A 20 mL de detergente • Usar equipo de protección (guantes de nitrilo 

NJTSRN 1,800 agregarle un litro de agua y lentes de seguridad) porque el detergente 

desionizada. 

es muy irritante para la piel y los ojos. 

Mezcla ácida para la • Ácido nítrico al 70%, En una probeta de 1 L, colocar • Usar equipo de protección porque es un 

digestión (nítrico: perclórico OmniTrace, EMD UN2031 100 mL de ácido perclórico y reactivo muy peligroso que produce 

en una relación 9:1) CAS 7697-37-2 o equivalente. agregar ácido nítrico hasta quemaduras graves en la piel. 

• Acido perclórico al 70%. obtener un volumen de 1 L. • Preparar en campana de extracción. 

Mallinckrott 2766, CAS 

• Utilizar recipientes de plástico (de 

7601-90-3 preferencia, de polipropileno). 

• Almacenar a temperatura ambiente durante 

2 meses como máximo. 

Solución de ácido Ácido nítrico al 70%, OmniTrace, Diluir 10 mL de ácido nítrico en • Usar equipo de protección, porque este es 

nítrico al 0.7% EMD UN2031 CAS 7697-37-2 1 litro de agua desionizada. un reactivo muy peligroso que produce 

o equivalente 

quemaduras graves en la piel. 

• Preparar en una campana de extracción. 

• Utilizar recipientes de plástico (de 

preferencia, de polipropileno). 

• Almacenar a temperatura ambiente durante 

2 meses como máximo. 

Estándar intermedio de Estándares de Al, Fe y Zn. Perkin En un matraz aforado de 50 mL, • Utilizar recipientes de plástico o de 

Al, Fe y Zn con una Elmer Pure Atomic Spectroscopy, agregar 5 mL de cada estándar vidrio destinados solo para este propósito. 

concentración de 100 mg/L 1000 μg/mL en una solución (Al, Fe y Zn) y aforar con HNO 3 • Almacenar a 4 ºC durante 2 meses como 

al 1% de HNO 3 al 1%. máximo. 

Argón Argón ultra alta pureza • Los tanques deberán permanecer fuera del 

99.999 gmol/mol mínimo Infra área de trabajo para evitar contaminación 

o equivalente 

y accidentes. 


Acondicionamiento del área de trabajo y materiales utilizados en el análisis 

1. Limpiar perfectamente la campana de extracción antes de cada predigestión. 

2. Verificar que los digestores estén calibrados. 

3. El lugar donde se coloque el ICP-OES debe estar perfectamente limpio y cerrado para evitar 

contaminación aérea. 

4. El material que se utilice en este proceso deberá ser exclusivo para ICP. 

5. Todo el material que vaya a utilizarse debe ser previamente inspeccionado para asegurarse de 

que no son una fuente de contaminación. 

Molienda y secado de la muestra 

6. Moler las muestras en un molino de bolas con recipientes de óxido de zirconio para evitar 

contaminación. Incluir siempre muestras testigo. Cuando se analicen granos de trigo no es 

necesario molerlos. 

7. Transferir la harina a tubos de plástico limpios, que deberán inspeccionarse previamente para 

asegurarse de que no son fuente de contaminación. 

35

8. Secar las muestras a 70 °C durante 24 horas en una estufa, debidamente acondicionada, para 

evitar contaminación. 

Pesado y digestión 

9. Colocar las muestras en un desecador y dejarlas enfriar a temperatura ambiente. 

10. Pesar 600 mg de cada testigo y de cada muestra y colocarlos en los tubos de digestión. Los 

tubos deberán rotularse previamente. 

11. Mantener los tubos cubiertos todo el tiempo con película plástica (Kleen Pack) antes de 

añadirles el ácido para la digestión, con el fin de que no se contaminen. 

12. Colocar el grupo de tubos en el interior de la campana de extracción y agregarles 10 mL de la 

mezcla de ácidos nítrico y perclórico. Se recomienda usar dispensadores especiales para ácidos. 

13. Dejar los tubos en la campana de extracción toda la noche (12-14 horas) para una predigestión 

en frío. 

14. Después de la predigestión, en el vórtex, agitar los tubos para asegurarse de que la muestra se 

mezcle completamente con el ácido. 

15. Colocar los tubos en los bloques de aluminio del digestor a temperatura ambiente y llevar a 

cabo la digestión ácida con el programa de digestión. 

16. El intervalo de temperatura que se utilice dependerá del peso y del tipo de muestra. 

Normalmente, se aplica el régimen de temperaturas siguiente: 

Cuadro 26. Programa de digestión que se utiliza en la determinación de Al, Fe y Zn, dependiendo del tipo de material. 

Secuencia Grano de trigo/harina de maíz Tejido vegetal de trigo/maíz 

1 Llegar a 80 °C Llegar a 90 °C 

2 Mantener a @ 20 min. Dejar a @ 90 min. 


4 Mantener a @ 20 min. Mantener @ 96 min. 


6 Mantener @ 120 min. Permanecer @ 100 min. 


8 Mantener @ 60 minutos Mantener @ 106 min. 


10 Mantener @ 30 minutos Mantener @ 116 


12 Mantener @ 50 minutos Mantener @ 120 minutos 







19 Fin Fin 

17. Al concluir el ciclo, retirar los tubos del digestor y dejar que se enfríen a temperatura ambiente. 

18. Añadir 6.4 mL de ácido nítrico al 1%. 

19. Cubrirlos con película plástica (Kleenpack) y dejarlos toda la noche en un lugar a temperatura 

constante (20-22 °C). 

20. Al día siguiente, con ayuda de una pipeta aforar a 20 mL con ácido nítrico. 

21. Mezclar muy bien las muestras diluidas. (Asegurarse de que el líquido se agite desde la base 

del tubo). 

22. Transferir las soluciones a tubos de plástico de 50 mL, los cuales se rotulan con los mismos 

datos de la muestra y se almacenan a temperatura ambiente hasta que se analicen. Se pueden 

utilizar tubos de cualquier volumen, siempre y cuando éste sea de 30 mL en adelante, y 

después de haber verificado que no son fuente de contaminación. 

36

23. Marcar tubos falcón de 15 mL de la misma manera que se hizo con los de 50 mL y añadirles 10 mL 

de las diluciones de cada muestra. 

24. Inyectar las soluciones en el ICP-OES. 

25. Las soluciones se analizan y se reportan como se indica a continuación. 

Cálculos: 


Desarrollar una curva de calibración utilizando cantidades conocidas de cada elemento analizado, 

en un intervalo de 0 a 3 mg/L. Dado que cuando la digestión concluye queda un sobrante de ácido 

perclórico de aproximadamente 1 mL al que hay que agregar 20 mL de ácido nítrico al 1%, la curva 

estándar deberá desarrollarse con una matriz igual a la de las muestras (5% de HClO 4 y HNO 3 al 1%). 

En el Cuadro 27 se indica cómo preparar 100 mL para cada punto de la curva. 

Cuadro 27. Preparación de la curva estándar para la determinación de Al, Fe y Zn. 

Concentración del estándar (mg/L) Volumen de HClO 4 al 100% (mL) Volumen del estándar intermedio (mL) 

0.0 5 0.0 

0.5 5 0.5 

1.0 5 1.0 

2.0 5 2.0 

3.0 5 3.0 

Notas 

• Homogeneizar y aforar a 100 mL con HNO 3 al 1%. 

• Este es un paso crítico en el análisis porque, quien lo realice, deberá asegurarse de que la curva 

estándar se genere correctamente. Se recomienda verificar que las pipetas estén calibradas 

correctamente antes de usarlas. 

Cálculo de la concentración de Al, Fe y Zn 

El ICP-OES genera valores en mg/L de la concentración de cada muestra. Los valores se exportan a 

una hoja de cálculo y ahí se procesan de la manera siguiente: 

1. Se determina la concentración de la muestra inyectada. 

Concentración final en la muestra (mg/L) = Concentración según resultados del equipo (mg/L) 

- Concentración del blanco (mg/L) 

2. Se calcula la concentración de cada elemento por kilogramo de muestra. 

concentración final de la muestra (mg/L) x dilución (mL) x 1000 

Concentración (mg/Kg de muestra) = –––––––––––––––––––––––––––––––––––––––––––––––––––––––– 

peso de la muestra (mg) 

Cuadro 28. Soluciones a problemas comunes en la determinación de Al, Fe y Zn. 

Problema 

Color amarillo de la solución al final de la digestión 

Cristales de perclorato en la dilución después 

de la digestión 

Problemas con el ICP 

Solución 

• La digestión no ha llegado a su término. Dejarla 5 minutos más será suficiente. 

• Colocar los tubos en los bloques de digestión a 50 °C de 2 a 5 minutos para que se 

disuelvan los cristales de perclorato. 

• Los cristales de perclorato deberán disolverse cuando la solución esta tibia. 

• Consultar el manual del equipo. 

37

Determinación de antocianinas en granos de maíz pigmentados 

Cuadro 29. Reactivos que se utilizan en la determinación de antocianinas. 


Metanol al 80% Metanol (Sigma-Aldrich Cat. • Mezclar 80 mL de metanol • Preparar cada semana y conservar a 4 °C 

M-1775-1GA CAS CAS 67-56-1) y 20 mL de agua desionizada. en una botella cerrada. 

Ácido trifluoroacético TFA (Pierce Cat. 28901) • Mezclar 1 mL de TFA con 90 mL • Preparar cada semana y conservar a 4 °C 

(TFA) al 1% en metanol de metanol al 80%. En un en una botella cerrada. 

al 80% con pH 1.4 

matraz volumétrico de 100 mL 

y aforar. 

• Ajustar el pH a 1.4 con HCl. 

Solución concentrada de Cloruro de pelargonidina • Disolver 2.5 mg de cloruro de • Proteger de la luz cubriendo el recipiente 

cloruro de pelargonidina (Sigma-Aldrich Cat. P-1659- pelargonidina en 25 mL de TFA con papel aluminio y guardar en una 

(100 μg/mL) 10MG CAS 134-04-3) al 1% en metanol al 80% botella cerrada. 

con pH 1.4. 

• A 4 °C se conserva hasta por un mes. 






Secado 

4. Secar las muestras durante 16 horas a 64-65 °C. 

Extracción 

5. Para cada muestra, pesar 20 mg de harina en un tubo Eppendorf. 

6. Agregar1.3 mL de TFA al 1%. 

7. Tapar los tubos. 

8. Agitar las muestras en el vórtex y colocarlas horizontalmente sobre hielo (4 °C) por una hora. 

9. Agitar las muestras durante 90 minutos a 150 rpm. 

10. Después de la incubación en hielo, centrifugar los tubos a 14,000 rpm durante 5 minutos. 

Asegurarse de que no haya partículas flotando en el sobrenadante; si esto ocurriera, centrifugue 

de nuevo. 

11. Lea la absorbancia a 520 nm (primera extracción). 

12. Vuelva a extraer el pellet con 1.3 mL de TFA al 1%. 

13. Repetir los pasos 7 a 10. 

14. Leer la absorbancia a 520 nm (segunda extracción). 

Lectura de muestras en el espectrofotómetro: 

15. Para cada extracción, tomar 200 μL del sobrenadante y transferirlo con mucho cuidado a la 

microplaca. La trasferencia se hace por duplicado (dos pozos). 

16. Siempre incluir muestras blanco (que corresponden al TFA al 1%) y muestras testigo con 

valores conocidos. 

17. Cubrir la microplaca con cinta adhesiva de aluminio. 

18. Agitar en el vórtex la microplaca a 800 rpm por 5 segundos. 


20. Para calcular el contenido total de antocianinas haga una suma de la cantidad de ambas 

extracciones. 

38


1. Preparar una solución concentrada de 100 μg/mL de cloruro de pelargodinina en TFA al 1%. 

2. Preparar diariamente diluciones de 0, 1, 3, 5, 10 y 15 μg/mL (en TFA al 1%) en tubos de vidrio de 5 mL. 

3. Agitarlas adecuadamente en el vórtex antes de usarlas. 

Cuadro 30. Preparación de la curva estándar de antocianinas. 

Volumen de la solución 

Concentración de 

concentrada de cloruro de Volumen cloruro de pelargodinina 

Tubo N° pelargodinina 100 μg/mL (μL) TFA al 1 % (μL) total (mL) μg/mL 

1 0 2,500 2.5 0.0 

2 25 2,475 2.5 1.0 

3 75 2,425 2.5 3.0 

4 125 2,375 2.5 5.0 

5 250 2,250 2.5 10.0 

6 375 2,125 2.5 15.0 

Cálculos: 


Desarrollar una curva de calibración usando cantidades conocidas de pelargodinina, en un intervalo 

de 0 a 15 μg/mL. Graficar las lecturas de la absorbancia a 520 nm en función de la concentración y 

calcular la pendiente de la curva estándar. Nótese que con la pendiente se usa la unidad DO*mL/μg. 

Porcentaje de pelargodinina 

La cantidad de pelargodinina en cada muestra se estima utilizando la siguiente ecuación: 

Ejemplo: 

DO520nm volumen de la hidrólisis 

% Pel (μg/μg) = –––––––––––––– x –––––––––––––––––––––––– x 100 


0.225 1.3 mL 

% Pel (μg/μg) = –––––––––––––– x ––––––––––––––– x 100 

0.032 DO 20,000 μg 

μg/μg 

Sin embargo, esta cantidad incluye la absorbancia de la placa y del metanol. Para calcular el 

contenido de pelargodinina en el material biológico (la harina), reste el valor de la absorbancia de la 

placa y el metanol (blancos). 

Donde: 

% pel = DO 520 nm corregida x Factor 

DO 520 nm corregida = DO 520nm muestra - DO 520nm promedio de los blancos 

0.0065 

Factor = ––––––––– 

pendiente 

Nótese que: 

1.3 mL 

Factor = ––––––– x 100 = 0.0065 

20,000 

39

Determinación de almidón total en granos de maíz 

usando un ensayo modificado de megazyme 

En la determinación de almidón megazyme se utiliza una digestión enzimática para extraer el 

polímero. En el presente protocolo, la hidrólisis de almidón se lleva a cabo en dos etapas. En la 

primera, el almidón es parcialmente hidrolizado y totalmente solubilizado; en la segunda, la 

mayoría de las dextrinas del almidón son hidrolizadas a glucosa por la amiloglucosidasa. La 

glucosa, entonces, se cuantifica colorimétricamente con el reactivo de antrona. 

Cuadro 31. Reactivos que se utilizan en la determinación de almidón. 

Reactivo/Mezcla Reactivos específicos Preparación Recomendaciones especiales 

BUFFER MOPS MOPS, minimum 99.5% Tritation • Agregar 10.46 g de MOPS (Sigma cat. 

50 mM (pH 7.0) (Sigma-Aldrich Cat. M 1254-20G No. M1254) en 900 mL de agua 

CAS 1132-61-2) 

desionizada. 

• Ajustar el pH a 7.0 agregando la solución 

de hidróxido de sodio 1 M (4 g/100 mL). 

Se necesitan aproximadamente 28 mL. 

• Agregar 0.74 g de cloruro de calcio 

dihidratado y disolver. Ajustar el volumen 

a 1 L y almacenar a 4 °C. 

Solución Ácido acético glacial • Agregar 11.4 mL de ácido acético glacial 

amortiguadora de (Sigma-Aldrich (1.05 g/mL) a 900 mL en agua desionizada. 

acetato de sodio Cat. A-6283-250ML) • Ajustar el pH a 4.5 agregando la solución 

(200 mM pH 4.5) de hidróxido de sodio 2 M (8 g/100 mL). 

Se necesitan aproximadamente 50 mL. 

• Ajustar el volumen a 1 L. 

• Almacenar a 4 °C. 

α-amilasa (30 mL, α-amilasa (Sigma-Aldrich • Disolver 61 mg de α-amilasa • Preparar diariamente y 

100 U/mL) Cat. 10070 CAS 9000-90-2) (Sigma cat. No. 10070, de Bacillus subtilis. almacenar a 4 °C. 

51.5 Unidades/mg), en 30 mL de • Agitar en el vórtex antes de 

solución amortiguadora MOPS 

usar la solución. 

(50 mM, pH 7). 

Amiloglucosidasa Amiloglucosidasa • Disolver 5 mg de amiloglucosidasa • Preparar diariamente y almacenar 

(2 mL, 200 U/mL) (Sigma-Aldrich Cat. 10115) (Sigma 10115, de Aspergillus niger), en a 4 ºC. Agitar en el vórtex antes 

2 mL de solución amortiguadora de de usar la solución. 

acetato de sodio (200 mM, pH 4.5). 

Ácido sulfúrico 

Ácido sulfúrico (Merck Cat. 

1.00732.2500) 

Reactivo de antrona Antrona (Merck • Una hora antes de usarlo, pesar 100 mg • Preparar diariamente. 

Cat. 1.01468.0010) de antrona y disolverla en 50 mL de ácido • Proteger de la luz, mantener en 

sulfúrico concentrado grado analítico. hielo o en refrigeración. 

Solución • Secar la glucosa durante 1 hora a 105 °C. • Preparar cada semana y 

concentrada de • Disolver 50 mg de glucosa en 100 mL almacenarlo a 4 °C. Agitarla en 

glucosa (100 μg/mL) de agua desionizada. el vórtex con mucho cuidado antes 

de preparar las diluciones para la 

curva estándar. 

Recomendaciones para el reactivo de antrona 

a) El ácido sulfúrico deberá ser de grado analítico y almacenarse en la oscuridad. 

b) El reactivo antrona deberá transferirse a un tubo tipo falcón. El tubo deberá cubrirse con papel 

aluminio y conservarse a 4 °C en refrigeración. 

c) Las medidas de seguridad para la preparación de antrona incluyen el uso de ropa protectora, 

guantes y una campana de extracción. 

40


Toma de muestras y molienda 



3. Si las semillas han sido tratadas, lavarlas intensamente con agua de la llave y luego enjuagarlas 

con agua destilada. Dejar que se sequen. 

4. Moler finamente cada muestra. Si es posible, usar un molino ciclónico con una malla de 0.5 mm. 

Desengrasado 


6. Desengrasar las muestras durante 6 horas, con aproximadamente 300 mL de hexano en cada 

matraz bola y en un extractor tipo Soxhlet. 

7. Secar las muestras al aire y asegurarse de que se evapore todo el hexano. 

Extracción 

8. Para cada muestra, pesar 20 mg de polvo en un tubo de vidrio (20 x 150 mm). Golpear 

suavemente el tubo para asegurarse de que todas las partículas caigan en el fondo del tubo. 

9. Incluir siempre dos tubos con el estándar de almidón. 

10. Humedecer con 40 μL de etanol acuoso al 80 % (V/V) para mejorar la dispersión; esperar 5 min y 

mezclar en un vórtex. 

11. Agregar inmediatamente 600 μL de α-amilasa en amortiguador MOPS (50 μM, pH 7.0) y agitar 

vigorosamente el tubo en el vórtex. Incubar el tubo en baño María, con agua hirviendo, durante 

6 min, sacar los tubos después de 2 min y 4 min, agitar vigorosamente en el vortex para evitar la 

formación de grumos y obtener una suspensión homogénea. 

12. Colocar los tubos en baño maría a 50 °C (esperar 5 min a que se enfríen a 50 °C); agregar 

amortiguador de acetato de sodio (800 μL, 200 mM, pH 4.5) y luego la amiloglucosidasa (20 μL, 

con una pipeta digital). Agitar cada tubo en el vórtex e incubar a 50 °C por 30 min. 

13. Transferir el contenido del tubo de ensayo a un tubo Corning de plástico de 50 mL. Con una 

pipeta tomar 540 μL de agua desionizada y enjuagar con ésta el tubo de vidrio. Mezclar el 

contenido y transferirlo a un tubo plástico Corning de 50 mL. Con 6 mL de agua desionizada en 

un dispensador, enjuagar 3 veces el tubo de vidrio (mezclar muy bien cada vez que se enjuague) 

y trasferir el contenido al tubo de plástico Corning. 

14. Centrifugar el tubo Corning de 50 mL a 3,000 rpm durante 10 min. Asegurarse de que no haya 

partículas flotando en el sobrenadante. Si esto ocurriera, centrifugar otra vez. 

15. Tomar 1 mL del hidrolizado (sobrenadante) y transferirlo con cuidado a un tubo de vidrio 

(20*150 mm). 

16. Agregar 9 mL de agua desionizada, cubrir inmediatamente y agitar en el vórtex. 


17. Con una pipeta digital, tomar 50 μL de la dilución y transferir a una microplaca de 96 pozos. 

Después de transferir todas las alícuotas, colocar la microplaca sobre una capa de hielo durante 

10 minutos. 

18. Cada muestra se debe analizar por triplicado (tres pozos). 

19. Agregar 100 μL de la solución de antrona utilizando una pipeta multicanal digital. 

Nota: Es muy importante asegurarse de agregar 100 μL, ya que la solución es viscosa. La antrona 

debe agregarse lentamente para que la reacción no sea muy violenta. 

20. Cubra las microplacas con cinta adhesiva de aluminio, para evitar salpicaduras, y colóquelas en 

un agitador hasta obtener una solución homogénea en cada pozo. 

21. Incubar la microplaca a 100 °C durante 10 minutos. 

22. Enfriar las microplacas en un refrigerador durante 10 min y luego agitarlas muy bien en el 

vórtex, antes de leer la absorbancia a 630 nm en un espectrofotómetro. 

41


1. Preparar una solución concentrada de 0.5 mg/mL de glucosa seca en agua desionizada 

(se prepara cada semana y se almacena a 4 °C). 

2. En tubos de vidrio de 50 mL, preparar diariamente diluciones 0, 12.5, 25, 37.5, 75 y 100 μg/mL 

(en agua desionizada). Agitarlas muy bien en el vórtex antes de usarlas. 

3. Producir la reacción colorimétrica (pasos 17 a 22) usando 50 μL de las diluciones. 

4. Incluir siempre una curva estándar por duplicado para cada grupo de muestras que se analizan 

en el día. 

Cuadro 32. Preparación de la curva estándar de almidón. 

Solución concentrada Agua Solución concentrada Volumen Concentración 

Tubo N° de glucosa 100 μg/mL (mL) desionizada (mL) de glucosa 100 μg/mL (mL) total (mL) μg glucosa/mL 

1 0.0 19.5 0.5 20.0 0.0 

2 0.5 19.0 0.5 20.0 0.0125 

3 1.0 18.5 0.5 20.0 0.025 

4 1.5 18.0 0.5 20.0 0.0375 

5 3.0 16.5 0.5 20.0 0.075 

6 4.0 15.5 0.5 20.0 0.100 

Cálculos: 


Desarrollar una curva de calibración utilizando cantidades conocidas de glucosa, que van de 0 a 0.1 

mg/mL. Hacer las lecturas de la absorbancia a 630 nm en función de la concentración y calcular la 

pendiente de la curva estándar. Nótese que con la pendiente se usa la unidad DO* mL/mg. 

Cálculo del porcentaje de glucosa: 

La cantidad de glucosa en cada muestra se estima utilizando la siguiente ecuación: 

1. Definir la ecuación de regresión relacionando la concentración de glucosa en las soluciones 

estándar con la lectura de la absorbancia en el espectrofotómetro. Para la regresión se utiliza la 

siguiente fórmula: Yg = b(x) 

Donde Yg son las unidades de absorbancia 630 nm, b es la pendiente y x la concentración de glucosa. 

2. Calcular la cantidad de glucosa en la muestra, 1) restando el valor del blanco de la lectura de 

absorbancia de la muestra; y 2) dividiendo la absorbancia corregida entre la pendiente. Para 

calcular la cantidad del porcentaje de glucosa, utilizar la ecuación general siguiente: 

Almidón (mg/100 mg) de harina = x*d f *v*h f *100/d w 

Donde: 

x = concentración de glucosa (mg/mL) 

d f = factor de dilución (por ejemplo, 10 para una dilución 1:9) 

v = volumen original del extracto de almidón (20 mL) 

d w = peso original de la harina (20 mg) 

h f = factor de hidrólisis del almidón, 0.9. 

Para expresar los resultados en porcentaje de peso seco, considerar el contenido de humedad 

aplicando la fórmula siguiente: 

= % almidón (valor) x (100)/(100 – contenido de humedad )(% w/w) 

Cuadro 33.Solución a problemas comunes en la determinación de almidón. 

Problema 

Solución 

Formación de grumos y la solución no es 

Asegurarse de que el baño María tiene suficiente agua para que la muestra 

homogénea en la extracción. 

no se esparza hacia la parte superior del tubo, ya que esto afecta la eficiencia 

de la extracción. 

42

Determinación de amilosa en granos de maíz 

El almidón, que es el componente principal de los granos maduros de maíz, está formado por dos 

macromoléculas de diferente estructura: la amilosa —un polímero lineal de glucosas unidas por 

enlaces glucosídicos α(14)-glucosídico, y ocasionalmente por medio de enlaces glucosídicos 

α(16)— y amilopectina —un polímero altamente ramificado. 

La amilosa en presencia de una solución de Lugol (triyoduro) forma un complejo de color azul con 

λ max a 620 nm. Este protocolo propone utilizar la reacción de yoduro para cuantificar el contenido 

de amilosa en almidón de maíz, en una longitud de onda de 620 nm. 

Cuadro 34. Reactivos que se utilizan en la determinación de amilosa. 

Reactivos 

Recomendaciones 

Reactivo/mezcla específicos Preparación especiales 

Etanol, 95 % (V/V) Etanol (Merck Cat. 

1.00983.2500) 

Hidróxido de sodio 1 M Hidróxido de Sodio Disolver 4 g de hidróxido de sodio en un matraz volumétrico 

(Merck Cat. 1.06498.500) de 100 mL con agua desionizada y llevar al aforo. 

Hidróxido de sodio 

Diluir 10 mL NaOH 1 M en un matraz volumétrico de 100 mL 

0.1 M con agua desionizada y llevar al aforo. 

Ácido acético1 M • Ácido acético glacial 5.67 mL en 100 mL de agua desionizada. 

(Sigma-Aldrich Cat. 

A-6283-100ML) 

Solución de Lugol • Yoduro de potasio • Pesar 2 g de KI. Agregar un poco de agua desionizada • Preparar diariamente. 

(J.T. Baker 3162) hasta formar una solución saturada; a continuación, • Proteger de la luz. 

• Yodo (W.H. Curtin agregar 0.2 g de I 2 . 

& Co. Cat. 35030) • Asegurarse de que todo el yodo se haya disuelto antes de 

transferir la mezcla a un matraz volumétrico de 100 mL. 

• Agregar agua desionizada para completar el volumen 

y homogenizar la solución. 

Estándar de Amilosa de papa • Pesar 100 mg de amilosa en un matraz volumétrico • Preparar cada semana y 

amilosa 1 mg/mL tipo III. Cat. de 100 mL. almacenar a 4 ºC. 

Sigma No. A0512-5G • Agregar 1 mL de etanol al 95 % y tratar de que se deslice 

por las paredes del matraz. 

• Agregar 9 mL de hidróxido de sodio 1 M y dejar reposar 

la mezcla de 20 a 24 h a temperatura ambiente. 

• Al día siguiente ajustar el volumen a 100 mL con agua 

desionizada y agitar vigorosamente. 


Toma de muestras y molienda 



3. Si las semillas han sido tratadas, lavarlas intensamente con agua de la llave y luego enjuagarlas 

con agua destilada. Dejar que se sequen. 

4. Moler finamente cada muestra. Si es posible, usar un molino ciclónico de 0.5 mm. 

Desengrasado 


2. Desgrasar las muestras con aproximadamente 300 mL de hexano por matraz balón, en un 

extractor continuo de tipo Soxhlet, durante 6 horas. 

3. Secar las muestras al aire y asegurarse de que todo el hexano se ha evaporado. 

43

Extracción 

4. Pesar 20 mg de cada muestra de polvo desengrasado en un tubo Corning de 50 mL. 

5. Siempre incluir dos tubos con los estándares de amilosa. 

6. Agregar 0.2 mL de etanol al 95 % y tratar de que se deslice por las paredes del tubo. 

7. Agregar 1.8 mL de hidróxido de sodio 1 M y dejar reposar a temperatura ambiente de 20 a 24 h 

(no agitar el tubo). 

8. Al día siguiente, ajustar el volumen a 20 mL con agua desionizada (18 mL) y agitar con fuerza 

el tubo. 

Nota: Dejar reposar y continuar con la reacción colorimétrica hasta que disminuya la cantidad de 

espuma que se formó. 


9. Tomar 1 mL de solución y transferirla a un tubo Corning de 50 mL. 

10. Agregar 2 mL de ácido acético 1 M y agitar con fuerza. 

11. Después, agregar 0.4 mL de solución de Lugol y ajustar el volumen a 20 mL (18.4 mL de agua 

desionizada). Agitar la mezcla y dejar que se desarrolle color por 20 minutos (proteger la mezcla 

de los tubos de luz). 

12. Pipetear 200 μL tanto de la solución de la curva estándar como de cada muestra y transferir el 

producto a una placa de 96 pozos. Haga una lectura a 620 nm en un espectrofotómetro. 

Nota: No agitar las muestras antes de transferirlas a la placa para no alterar los resultados. 


1. Preparar una solución concentrada de 1 mg/mL de amilosa en agua desionizada (almacene a 4 °C). 

2. En tubos de 50 mL, preparar diariamente diluciones 0, 0.2, 0.4, 0.6. 0.8 y 1 g de amilosa, con un 

volumen final de 20 mL. Agítelas en el vórtex antes de usarlas. 

3. Preparar la reacción colorimétrica (pasos 13 a16) utilizando 200 μL de las diluciones. 

4. Siempre incluir una curva estándar por duplicado por cada grupo de las muestras analizadas 

en un día. 

Cuadro 35. Preparación de la curva estándar de amilosa. 

Sol. concentrada 

NaOH 

de amilosa Ácido acético Solución (0.09 M) Agua 

Tubo núm. 1 mg/mL (mL) (1 Mol/mL) (mL) de yodo (mL) (mL) desionizada (mL) 

1 0.0 0.2 0.4 1 18.40 

2 0.2 0.04 0.08 0 19.68 

3 0.4 0.08 0.16 0 19.36 

4 0.6 0.12 0.24 0 19.04 

5 0.8 0.16 0.32 0 18.72 

6 1.0 0.20 0.40 0 18.40 

Cálculos: 

Curva estándar de amilosa (curva de calibración) 

Desarrollar una curva de calibración con cantidades conocidas de amilosa, de 0 a 1 mg. Graficar 

las lecturas de absorbancia a 620 nm como una función de la cantidad y calcular la pendiente de la 

curva estándar. 

44

Cálculo del porcentaje de amilosa 

La cantidad de amilosa en cada muestra se estima utilizando las ecuaciones siguientes. 

1. Determinar la ecuación de regresión relacionando la cantidad de amilosa en la solución 

estándar con la lectura de la absorbancia en el espectrofotómetro. Aplicar la fórmula de 

regresión siguiente: 

Yg = a(x) + b 

Donde Yg son las unidades de absorbancia a 620 nm; a es la pendiente; x la cantidad de amilosa; 

y b la intersección (esto corresponde a la AP “aproximación de absorción”). 

2. Para calcular la cantidad de amilosa en la muestra: 1) reste el valor del blanco al de la 

lectura de absorbancia de la muestra; 2) reste la intercepción; y 3) divida la absorbancia 

corregida por la pendiente. La ecuación general para calcular la cantidad del por ciento de 

amilosa es: 

Donde: 

% AM = (x*d) *(100/f) 

x = cantidad de amilosa (mg) 

d = factor de dilución (por ejemplo, 20 para una dilución 1:19); y 

f = peso original de la harina (20 mg). 

45

Anexo 1 

Intervalo de lecturas esperado en concentraciones estándar. 

3. Determinación de triptófano con ácido glioxílico (lectura en microplacas). 

Concentración estándar (μg/mL) 

Intervalo de lecturas 

0 0.04-0.05 

10 0.075-0.09 

15 0.095-0.120 

20 0.125-0.145 

25 0.155-0.175 

30 0.195-0.215 

Si se emplean estos valores, el factor de la curva deberá tener un valor de 0.6818 a 0.7332. 

4. Contenido de fenoles libres y totales en maíz utilizando el reactivo F-C (extracción en tubos 

Eppendorf y lectura en microplacas). 

Concentración estándar (μg/mL) 


0 0.045-0.055 

10 0.195-0.215 

15 0.265-0.285 

20 0.345-0.370 

25 0.400-0.420 

30 0.495-0.515 

5. Determinación de azúcares solubles en trigo utilizando el reactivo antrona (extracción en tubos 

grandes y lectura en microplacas). 

Concentración estándar 

Concentración estándar 

(μg sacarosa/mL) (μg de sacarosa en 2.5 mL) Intervalo de lecturas 

0 0 0.05-0.07 

6 0.3 0.090-0.115 

12 0.6 0.145-0.165 

18 0.9 0.190-0.210 

24 1.2 0.250-0.270 

30 1.5 0.290-0.310 

40 2.0 0.360-0.390 

60 3.0 0.510-0.540 

6. Antocianinas con 1% de TFA y pH 1.4 (extracción en tubos grandes y lectura en microplacas). 

Concentración estándar (μg Pel/mL) 


0 0.040-0.045 

1 0.085-0.095 

3 0.165-0.175 

5 0.255-0.275 

10 0.485-0.525 

15 0.710-0.780 

46

7. Determinación de almidón (lectura en microplacas). 

Concentración estándar (μg glucosa/mL) 

Lectura aproximada 

0 0.05 

1 0.136 

3 0.218 

5 0.300 

10 0.540 

15 0.700 

8. Determinación de amilosa (lectura en microplacas). 

Concentración estándar (μg amilosa/mL) 

Lectura aproximada 

0 0.04 

1 0.166 

3 0.316 

5 0.449 

10 0.569 

15 0.738 

47


Resumen de los análisis realizados en el Laboratorio de Calidad Nutricional de Maíz y Tejido Vegetal. 

Análisis Instrumento Cantidad de grano (g) Especificación del grano Recomendaciones 

Proteína Technicon 3-5 Grano completo Usar viales de 

(por digestión) Autoanalyzer ll o partido plástico o vidrio. 

Proteína por NIR NIRS 6500 3-5 Grano completo Usar viales de 

o partido 

plástico o vidrio. 

Triptófano Método colorimétrico Grano completo Usar viales de 

. 

en micro placa 3-5 o partido plástico o vidrio 

Lisina Método colorimétrico 3-5 Grano completo Usar viales de 

en microplaca o partido plástico o vidrio. 

Almidón Método colorimétrico 3-5 Grano completo Usar viales de 

en microplaca o partido plástico o vidrio. 

Amilosa/ Método colorimétrico 3-5 Grano completo Usar viales de 

amilopectina en microplaca o partido plástico o vidrio. 

% Cenizas Método gravimétrico 3-5 Grano completo Usar viales de 

o partido 

plástico o vidrio. 

Carotenoides HPLC Alliance, 3-5 Grano completo Evitar la luz y mantener 

UPLC Acquity 

en refrigeración. 

Aceite Extractor Goldfisch, 3-5 Grano completo Usar viales de plástico 

Soxtec 2050 o partido o vidrio. 

Fenoles libres Método colorimétrico 3-5 Grano completo Usar viales de plástico 

. 

en microplaca o partido o vidrio, evitar la luz. 

Fenoles totales Método colorimétrico 3-5 Grano completo Usar viales de plástico 

en microplaca o partido o vidrio, evitar la luz. 

Antocianinas Método colorimétrico 3-5 Grano completo Usar viales de plástico 

totales en microplaca o partido o vidrio, evitar la luz. 

Micronutrientes ICP-OES Optima 3-5 Grano completo Evitar contacto con 

(Fe. Al, Zn, Ti) DV 3000 metales. 

Recomendaciones 

a. Para obtener resultados más confiables es mejor utilizar grano completo. 

b. La cantidad de grano que aparece en la tabla sirve para realizar el respectivo análisis de una muestra; para un análisis completo se necesitan 

10 g de grano de cada muestra. 

48


a) Especificaciones para análisis de alta calidad proteínica (QPM). 

Análisis Límite inferior (%) Especificación (%) Límite superior (%) 

Proteína 11 

Proteína por NIRS 11 

Triptófano 0.07 

Lisina 0.30 

b) Especificaciones para el análisis de micronutrientes en trigo. 

Análisis Límite inferior (mg/Kg) Especificación (mg/Kg) Límite superior (mg/Kg) 

Fe 32 

Zn 40 

Al (indicador de contaminación) No mayor de 3.5 

Ti (indicador de contaminación) No mayor de 0.4 

c) Especificaciones para el análisis de micronutrientes en hoja de maíz. 

Análisis Límite inferior (mg/Kg) Especificación (mg/Kg) Límite superior (mg/kg) 

Fe 25 

Zn 30 

Al (indicador de contaminación) No mayor de 2 

Ti (indicador de contaminación) No mayor de 0.4 

d) Especificaciones de otros análisis. 

Análisis Limite inferior (%) Especificación (%) Limite superior (%) 

Azúcares solubles en paja 25.0 

Azúcares por NIRS en paja 

de trigo molido 25.0 

Almidón 70.0 

Amilosa/amilopectina 25.0 

Cenizas 

Cenizas por NIRS en hojas de maíz molido 

Contenido de aceite 5.5 

Análisis Límite inferior (μg/g) Especificación (μg/g) Límite superior (μg/g) 

Antocianinas totales 500 

Análisis Límite inferior (μmol/g) Especificación (μmol/g) Límite superior (μmol/g) 

Fenoles libres 10 

Fenoles totales 25 

Recomendaciones: 

a. Antes de considerar estos intervalos deberá tenerse en cuenta el tipo de muestra, el experimento 

y la etapa de crecimiento de la planta de la cual proviene la muestra. 

b. El contenido de almidón y de aceite no pueden ser analizados en harina debido a la oxidación. 

49

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